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지식 FAQ

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  • 수술포 등을 이용하여 토끼를 감싼 후 한쪽 겨드랑이 사이 또는 가슴으로 안듯이 토끼를 보정한 후 바늘을 제거한 주사기를 이용하여 자연스럽게 먹이듯이 물질(약물)을 투여합니다. 다만, 기호성이 떨어지는 물질을 투여하고자 하는 경우에는 강제 급이 방법도 고려할 수 있는데, 이때는 고무재질의 feeding tube, 개구기를 준비해야 하며 반드시 2명 (보정자, 투여자)이 함께 수행하기를 권장합니다. Feeding tube와 개구기를 이용한 강제 투여 방법은 개구기 및 feeding tube 사용 과정에서 스트레스가 유발되어 실험동물 및 연구자의 건강에 위험이 유발될 수 있기 때문에 반드시 숙련된 경험이 있는 연구자에 한하여 활용이 가능합니다.

     

    * 토끼 경구 투여 동영상: Syringe Feeding Rabbits

     

    *그림출처: Martinic G. A technique for intragastric gavage of radiolabeled liquid cholesterol in rabbits (Oryctolagus cuniculus) using a pediatric feeding tube. Lab Anim (NY). 2008;37(7):323-328.

     

     

    ※ Feeding tube와 개구기를 이용한 강제 투여법

    보정자와 투여자 2인이 수행하는 것을 원칙으로 하며 고무재질의 feeding tube(직경 4mm 정도)와 개구기(feeding tube가 통과될 수 있는 구명이 있는) 필요함. 

     

    [투여 순서]

       1. 위까지의 거리 확인: 토끼의 코 끝 ~ 마지막 늑골까지의 거리를 확인하여 삽입해야 하는 tube 길이를 체크함. 

       2. 토끼 보정 (보정자): 

         - 실험대가 있을 경우 수술포 등을 이용하여 토끼 몸을 감싸고, 보정자의 가슴으로 누르듯이 또는 한쪽 겨드랑이 사이에 껴서 움직이지 못하게 보정하고 한 손으로는 앞다리를 고정하고 다른 한 손으로는 입과 목덜미를 보정함. 

        - 실험대가 없을 경우 보정자는 의자에 앉아 토끼 허리를 무릎 사이에 끼우고 한 손으로는 앞다리를 고정하고, 다른 한 손으로는 입과 목 덜미를 보정함. 

     3. 투여자는 개구기를 토끼 입에 물리고 개구기의 중앙 구멍으로 feeding tube를 천천히 삽입함 (윤활제를 tube 끝에 묻혀서 사용하면 투여가 용이).

         - Tube는 입 천장을 타고 자연스럽게 삼킬 수 있도록 밀어 넣어주고, 강제적으로 삽입할 경우 기관지로 삽입될 수 있으므로 주의   

     4. Tube 삽입이 완료되면 빈 주사기를 이용하여 압력이 걸리는지 여부와 위 내용물을 확인한 후 투여 물질이 들어 있는 주사기로 교체하여 천천히 투여함.

         - 권장 투여용량: 10ml/kg

     

     

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    • 토끼에게 약물은 어떻게 먹이나요?
    • 중동물에게 약물은 어떻게 먹이나요?

    • 1. 이병한. 토끼 마취 및 실험기법.
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  • 채혈 후 검사하고자 하는 용도 또는 항목에 따라 아래와 같은 전용 tube 사용이 권장됩니다.

    ※ 권장되는 채혈 (용기에 담는) 순서: Sodium Citrate > SST > Plain > EDTA

     

     

    *그림출처: http://www.bml.kr/testinfo/collection01.phphttps://kwonhello.tistory.com/300

     

     

     

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    • 채혈 후 혈청 분석을 하려고 하는데 어떤 tube에 채혈을 해야 하나요?
    • 혈액 보관용 tube의 종류가 많은데 각각의 차이점이 궁금합니다
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  • * 파킨슨병 (Parkinson’s disease)은  운동장애를 특징으로 하는 신경 퇴행성 질환으로 주로 MPTP를 이용하여 동물모델을 유도할 수 있음. 

     - MPTP (1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine): 파킨슨병 동물모델 유도를 위하여 사용되는 신경독소로 사람에게 노출 시 신경 손상의 위험이 있는 물질로 주의가 필요함. 

     

    * 파킨슨 동물모델 제작방법 (MPTP 투여 방법)

       1. 동물종: 6~8주령 수컷 C57BL/6 마우스 / 물질: MPTP 복강 투여

         - 급성 모델 (acute): 하루 동안 20~30mg/kg MPTP 2시간 간격으로 4회 복강 투여 

         - 아급성 모델 (subacute): 15~30mg/kg MPTP를 최소 5일 ~ 최대 10일간 복강 투여, 3일 ~ 8일 후 임상증상 발현

         - 만성 모델 (chronic): 25mg/kg MPTP를 4일/주 복강 투여하여 5주간 투여

       2. 모델평가: 행동학적 검사 (Open field test, rota-rod 등), 혈액 및 조직병리학적 검사 (Tyrosine hydroxylase 분석, 조직분석 등), 유전학적 검사 (RNA-seq, Methyl-seq 등)를 통하여 최종 평가할 수 있음.   

     

    * MPTP 취급 시 주의사항 

       1. 사람에게 노출 시 신경 손상의 위험이 있기 때문에 반드시기관생물안전위원회(IBC)와 동물실험윤리위원회(IACUC) 사전 승인을 받아야 하고, 기관의 안전관리담당자(수의사 등)와 물질투여 후 케이지 관리, 실험 중 라벨표시, 깔짚처리, 사체처리 방법 등에 대하여 협의가 필요함. 
       2. 연구자는 적절한 보호의 (N99 마스크, 글로브, 가운 등)를 착용하여 후드 또는 BSC (Class II type B2) 내에서만 MPTP를 개봉하거나 제조하여야 함. 
       3. 투여 후 케이지 관리 
         - MPTP 투여 후  마우스는 개별환기케이지 등 배기가 되는 음압 케이지에서 사육해야 하며, 반감기를 고려하여 투여 후 최소 72시간 동안에는 케이지를 오픈해서는 안됨. 72시간 이후 일반케이지로 동물만 이동하여 실험을 진행할 수 있음. 
         - 사용한 케이지는 (깔짚 포함) autoclave 하지 않고 이중포장하여 폐기함 (권장). 실험에 사용한 모든 물품은 1% 락스를 이용하여 청소 및 소독해야 함. 
       4. 연구자 노출 사고 시
         - 실험 중 MPTP 노출이 의심될 경우 유멕스정 (selegiline)을 처방받아 사용할 수 있음. 

     

    * MPTP가 파킨슨병을 유도하는 분자기전

     - MPTP는 신경독성을 유발하는 MPP+의 prodrug 형태로서 도파민 신경세포를 파괴함으로써 파킨슨병과 유사한 생리적 반응을 유도할 수 있음. 

     - MPTP 자체는 유해한 물질이 아니지만, 뇌에 들어갈 경우 MPP+ 형태로 대사가 진행되며, 생성된 MPP+ 가 미토콘드리아 전달계와 결합함으로써 활성산소 수치를 증가시키고 세포의 독성을 일으켜 도파민 신경세포를 파괴하게 됨.

     

     

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    • 마우스에 MPTP는 어떻게 주사하나요?
    • MPTP가 사람에게 유해한가요?
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  • 실험동물의 채혈량은 순환혈액량을 기준으로 계산이 가능하며, 마우스의 평균 순환혈액량 (체중의 72ml/kg)을 감안하여 단회 또는 반복채혈이 가능한 채혈량은 아래 표를 참고로 하여 계산할 수 있습니다. 

     

    예시) 체중 25g 마우스에서 매주 (1주) 간격으로 채혈이 가능한 혈액량은 얼마인가요? 

            25g 마우스의 평균 순환혈액량: 0.075 x 25 = 1.8ml 정도이고, 1주 단위로 채혈 가능한 혈액량은 순환혈액량의 7.5%까지 가능하므로 1.8 x (7.5/100) = 약 135μl까지 채혈이 가능

            다만, 1회 채혈 가능한 최대량은 체중의 1%를 초과하지 않아야 함. (예: 체중 25g 마우스에서 1회 채혈 가능한 최대량은 대략 0.25ml 내외)

     

    ※ 랫드 평균 순환혈액량은 체중의 약 64ml/kg 
     

     

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    • 마우스에서 채혈할 수 있는 최대량은 얼마인가요?
    • 채혈은 얼마나 자주 할 수 있나요?
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  • 마우스 경구투여 기준 지용성 물질은 최대 10ml/kg, 수용성일 경우 최대 20ml/kg까지 투여가 가능하며, 이외의 투여 경로에 따른 용량은 아래 표를 참고하시기 바랍니다. 

     (예: 체중 20g 마우스에서 지용성물질을 경구 투여할 경우 존대를 이용하여 최대 0.2ml까지 투여 가능)

     

     

       * 근육 주사는 투여용량 (볼륨) 기준 (ml/투여부위)이며, 하루 2군데 이상 주사하는 것은 권장되지 않음. 

       ** 정맥 투여 시 

         - 마우스: 급속 투여 0.1ml/1분 이내, 저속 투여 0.5ml/5분 이내

         - 랫   드: 급속 투여 1ml/1분 이내, 저속 투여 2ml까지 투여 가능

      ※ 면역, 염증 반응 평가를 위한 피내 (ID) 투여는 0.05 ~ 0.1ml까지 투여 가능

     

    [Feeding Needle의 특징]

    일반적으로 feeding needl의 끝부분은 round tip으로 되어 바늘을 투입시 주변조직이 상하지 않도록 방지함.

    바늘이 구부러진 curved 형태 혹은 직선으로 뻗은 straight 형태가 있으며, 각 실험자의 편의에 맞추어 구매를 진행함.

    일반적으로 stainless 재질은 반 영구적으로 재사용이 가능함. 

    반면 일회용으로 사용되는 needl의 경우 테프론 재질 위주로 되어 있음.

     

     

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    • 마우스 정맥으로 투여 가능한 최대 용량은 얼마인가요?
    • 설치류에서 근육, 경구, 복강 , 피하 투여 방법에 따른 투여용량 (볼륨)이 궁금합니다
    • 1. Fox J. Laboratory Animal Medicine. 3rd ed. Academic Press; 2015.
    • 2. Diehl KH, Hull R, Morton D, et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 2001;21(1):15-23. 
    • 3. 한국실험동물학회 인증위원회. 동물실험길잡이. OKVET; 2017.
    • 4. IQ 3Rs Leadership Group. Recommended dose volumes for common laboratory animal.
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  • 마우스에서 개체 식별방법으로는 간단하고 쉽게 적용할 수 있는 유색법(마커, 타투)과 ear punch법이 있음. 

     

     

     

     

     

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    • 실험동물의 개체 식별 방법을 알려주세요
    • 마우스에서 개체 식별을 위한 Ear punch, Tattoo (문신), toe clip 방법 등은 어떻게 적용 가능한가요?
    • 마우스 넘버링 방법을 알려주세요
    • 1. Anderson L, Otto G, Pritchett-Corning K, Whary M. Techniques of Experimentation. In: Fox J. Laboratory Animal Medicine. 3rd ed. Academic Press; 2015.
       
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  • 출산이 임박한 마우스는 사육 케이 내 환경 개선 (예, 과밀사육 방지, Enrichments 제공, 케이지 관리 등)으로 출산 직후에 산자를 잡아 먹는 식살현상 (Cannibalism)을 예방할 수 있음. 

     

    1. 임신한 암컷은 하나의 케이지에 단독 사육하여 과밀 사육되지 않도록 관리.

       - 번식을 위하여 수컷과 암컷을 1:1 또는 1:2 비율로 합사하더라도 합사 후 교배가 확인(질전, vaginal plug)된 암컷은 반드시 개별 케이지에 분리사육할 것을 권장.

       - 임신 후 수컷을 분리하지 않아서 새끼를 포유 중인 암컷과 수컷이 함께 있을 경우, 분만후발정이 유도되기 때문에 동물복지 차원에서 수컷은 암컷(임신이 확인되거나 어린 새끼를 포유하고 있는 암컷)과 분리하는 것을 권장함. 

       - 하나의 케이지 내 새끼를 포유 중인 모체가 2마리 이상 사육 중일 경우 공동으로 산자를 보살필 수 있다는 장점은 있지만 산자가 섞일수도 있음. 출산일의 차이로 인하여 산자 나이에 차이가 있을 경우 어린 새끼의 사망률이 증가하는 것으로 알려져 있어 권장하지 않음. 
     

    2. 출산일이 다가오면 케이지 내 환경풍부화 도구(enrichments) 제공 (예, 마우스 하우스, 터널, 네스팅 등)

     

    3. 출산 직후 모체는 외부의 자극(예, 냄새)에 민감하기 때문에 출산 직후 케이지를 자주 오픈하지 말고 최대 7일 간은 새 깔짚으로 교체하지 않는 것이 좋음. 

     

    ※ 마우스 번식 요령 

     - 마우스의 성 성숙은 수컷이 대략 60일 (8주령), 암컷은 50일 (7주령) 전후로 완료되는 것으로 알려져 있으므로, 번식은 최소 7주령 이후의 동물을 사용하는 것을 권장.

     - 마우스는 4~5일 주기로 배란이 일어나며, 성호르몬 (에스트로겐) 분비가 배란일 전날 저녁부터 다음날 오전까지가 최고치에 도달하므로, 늦은 오후 (저녁 6시쯤)  수컷과 합사하면 번식 성공률이 높아짐. 

    - 마우스 임신기간: 19 ~ 21일   

     

    [마우스 Enrichment 종류]

     

     

    *그림출처: https://www.bio-serv.com/rodent_enrichment.html

     

     

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    • 어미 마우스가 새끼를 자꾸 잡아 먹어요
    • 마우스 번식 케이지 관리는 어떻게 하나요?
    • 1. Fish R, Brown JM, Danneman PJ, Karas A, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2nd ed. San Diego: Academic Press; 2008.
    • 2. 한국실험동물학회인증위원회. 실험동물길라잡이. OKVET; 2015.
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  • [마우스와 랫드의 권장 금식 시간]

     

    실험의 종류에 따라 금식 시간은 최소 6시간 이내-최대 18시간까지 상이함.   
     

     

    [고려사항]

    1. 마우스, 랫드의 습성을 고려한 금식 계획 (금식 시작과 종료 시점) 수립으로 금식 효과를 높일 수 있음. 

       - 야행성: 하루 사료섭취량의 2/3 정도를 야간에 섭취하며, 특히 오전 중에는 사료 섭취량이 낮으므로 금식을 언제 시작하느냐에 따라 금식 효과가 달라짐. 

       - 식분증: 정상 행동습성으로 자신의 분변을 섭취하고, 깔짚의 주요 성분이 나무 (또는 옥수수)이므로 금식 기간 동안에는 절식망 등을 이용하여 케이지 내 분변이나 깔짚을 섭취하지 못하도록 동물을 분리하는 것도 고려할 수 있음. 

       - 금식 기간 동안 일반적으로 음수는 공급해야 함. 

     

    2. 동물복지 차원에서 정상 체중의 20% 이상 감소를 유발하는 금식은 권장되지 않음 (단, 실험목적 상 불가피할 경우 기관 내 동물실험윤리위원회로부터 사전 검토 및 승인 받은 실험에 한하여 허용 가능). 

       - 허용 가능 최대 금식 시간: 마우스(최대 18시간 이내), 랫드(최대 24시간 이내)

     

    3. 마우스, 랫드는 구토를 하지 않기 때문에 마취 전 금식이 필수 사항은 아니지만, 소화기계 관련 수술 전에는 금식을 고려할 수 있음.

     

     

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    • 부검 또는 혈액검사 전 마우스 금식은 얼마나 시켜야 할까요?
    • 혈당 측정 전 금식은 어느정도 시켜야 할까요?
    • 부검 전 마우스를 금식 시키는 이유는 무엇인가요?
    • 혈당 측정 전 금식은 어느정도 시켜야 할까요?
    • 1. Jensen TL, Kiersgaard MK, Sørensen DB, Mikkelsen LF. Fasting of mice: a review. Lab Anim. 2013;47(4):225-240. 
    • 2. Nowland MH, Hugunin KM, Rogers KL. Effects of short-term fasting in male Sprague-Dawley rats. Comp Med. 2011;61(2):138-144.
    • 3. The Jackson Laboratory Blog (September 22, 2019)
    • 4. 식약처, 식품 등의 독성시험법 가이드라인 (2020.11)
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  • 토끼 실험의 종류에 따라 단독 사용 여부가 결정됩니다.

     

    럼푼은 마취제 투여 전에 주는 전마취제에 해당합니다. 전마취제의 투여를 통해 주사 또는 흡입마취제의 적용을 쉽게 할 수 있고 동물의  불안감 감소 및 핸들링 수월 등의 효과를 나타냅니다.
     

    럼푼을 토끼에서 단독 사용할 수 있습니다. 다만 심전도 측정, 방사선 촬영, 신체 검사 그리고 정맥 절개술과 같은 최소침습 및 동물에 위해가 높지 않은 간단한 처치에 한해서 사용이 가능합니다. 개복, 개흉 및 침습 수술과 같은 고통을 많이 동반하고 수술 및 처치에 긴 시간이 요구되어 전신마취가 필요한 상황의 경우 단독 사용을 할 수 없습니다. 

     

    럼푼은 신경안정제 및 진정제에 속하는 약물로 마취제의 범주에 들어가는 약물이 아니니 토끼에게 행해지는 실험의 종류에 따라 단독 사용 여부 결정해야 합니다. 실험 전  실험동물수의사와 상의 후 사용하시는 것을 추천드립니다. 
     

     

     

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    • 토끼는 어떻게 마취를 하나요?
    • 1. Gaertner DJ, Batchelder M, Hankenson FC, Hallman TM. Anesthesia and Analgesia for Laboratory in Rabbits. In: Fish R, Brown JM, Danneman PJ, Karas A, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2nd ed. San Diego: Academic Press; 2008
      2. Anderson L, Otto G, Pritchett-Corning K, Whary M. Preanesthesia, Anesthesia, Analgesia and Euthanasia(Rabbit). In: Fox J. Laboratory Animal Medicine. 3rd ed. Academic Press; 2015
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  • 마우스 마취제로 럼푼(Rompun, 성분명: Xylazine)은 단독 사용하지 않습니다.

     

    마취란 일정기간 동안 동물 신체의 일부 또는 전신의 감각상실을 일으키고 실험동물에게는 통증을 주지 않고 실험처치 및 수술을 실시하는 것을 목적으로 하며 이것을 유도하는 약물을 지칭해서 마취제라고 합니다. α2- adrenergic agonist 계열에 속하는 럼푼은 마취제가 아닌 신경안정제 또는 진정제로 구별되며 마취제 전에 투여하는 전마취제에 속합니다. 
     

    전마취제는 동물을 진정시키고 마취제의 용량을 줄여서 마취의 유도 및 회복을 용이하게 하는 작용을 나타내나 단독 사용으로 마취를 유도할 수 없습니다. 마우스 마취에서 럼푼은 케타민 또는 졸레틸과 같은 해리성 주사마취제와 혼합해서 사용되며 이 때 럼푼의 용량은 동물상태, 처치 및 수술 시간에 따라 5-10mg/kg 의 용량으로 사용할 수 있습니다. 럼푼은 동물전용의약품으로 수의사 처방전이 있어야 구매 가능한 약품입니다. 
     

     

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    • 졸레틸이 마약류로 취급 되면서 마우스 마취에 비상이 걸렸습니다. 졸레틸 만큼의 효과를 갖고 있고 업체에서 쉽게 구할 수 있는 마취제가 있을까요?
    • 1. Flecknell P, Lofgren JLS, Dyson MC, Marini RR, Swindle MM, Wilson RP. Preanesthesia, Anesthesia, Analgesia and Euthanasia. In: Fox JG, Anderson LC, Otto GM, Pritchett-Corning KR, Whary MT, eds. Laboratory Animal Medicine. 3rd ed. Academic Press; 2015:1135-1200.
      2. Gaertner DJ, Batchelder M, Hankenson FC, Hallman TM. Anesthesia and Analgesia in Rodents. In: Fish R, Danneman PJ, Brown M, Karas A, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. Academic Press;2008:239-297.
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