마우스에서의 다툼(fighting)은 주로 수컷에서 호발하는데 영역다툼과 계층간 우위 선점으로 인한 현상으로 여겨집니다. 야생에서 수컷 마우스는 계층사회로 상위계급이 하위계급에 비해 먹이를 비롯한 자원에 대한 접근성의 우위를 갖게 되며, 서열이 지켜지지 못하였을 경우 상위계급 동물이 하위계급 동물을 공격을 하게 됩니다. 수컷 마우스는 또한 영역을 확보하는 특성을 지니고 있어 자신의 영역에 냄새로 표시를 하게 되는데 자신의 영역 내에 들어온 낯선 수컷은 침입자로 간주하어 적대시하게 되므로 다툼이 발생됩니다. 

자연상태에서 이러한 다툼이 발생될 경우, 하위 계급 동물 또는 침입자는 복종하는 자세를 취하거나 도망가는 등의 행동으로 피할 수 있는데 케이지에서 사육되는 실험동물은 피할 수 있는 공간이 한정되어 심하게 상처를 입거나 불임이 되고 심하게는 죽는 경우가 발생하기도 합니다. 

따라서 4주령 이상의 성성숙이 완료된 수컷 개체들에서 다툼이 확인되면 별도의 케이지에 분리해주는 것이 적절하며, 동물들이 숨을 수 있는 마우스하우스, 튜브 등의 구조물과 nesting 할 수 있는 물품들을 제공하는 것이 도움이 될 수 있습니다. 

* 그림출처: 가톨릭대학교 의생명산업연구원 실험동물연구센터 

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토끼는 하루 20~350ml/kg (평균 130ml/kg/day)의 소변을 배출하며, 사람과 동일 방법으로 소변 검사용 키트를 이용하여 소변 중 혈액(Blood), 빌리루빈(Bilirubin), 유로빌리노겐(Urobilinogen), 케톤체(Ketones), 단백질(Protein), 아질산염(Nitrite), 포도당(Glucose), pH, 비중(Specific Gravity), 백혈구(Leucocytes), 색깔 등을 검사할 수 있습니다.  채식을 하는 토끼의 소변은 알칼리성 (pH.8~9, 평균 8.2 )이며, 비중이 1.003~1.036 (평균 1.015)으로 먹이의 종류나 건강상태에 따라 흰색, 연노란색, 연갈색 등을 나타낼 수 있습니다. 젊고 건강한 토끼에서는 종종 소변에서 알부민이 확인될수 있으며 성체에서는 단백질도 나타날 수 있으나 양이 증가할 경우 신장손상의 가능성이 있습니다. 포도당(Glucose), 케톤체, 빌리루빈은 정상 개체에서 나타나지 않습니다. 적혈구는 매우 적은 수(0~3cells/hpf, High-Power Field)가 확인될 수 있으나, 증가했을 경우 신장손상이나 감염 등을 의심할 수 있습니다. 

* 그림출처: 가톨릭대학교 의생명산업연구원 실험동물연구센터

소변을 채취하는 방법은 케이지에 배변판을 설치하거나 바닥에 풀어놓고 자유롭게 돌아다니게 하면서 채취할 수 있습니다. 일반적인 포유류가 장을 통해 칼슘을 흡수하고 분변을 통해 배출하는 것과 달리, 토끼는 대부분 신장을 통해 칼슘이 배출되며 알칼리성의 소변에서 칼슘이 침전되어 찐득(thick)하고 크리미(creamy)한 형태를 나타냅니다.  

* 그림출처: 가톨릭대학교 의생명산업연구원 실험동물연구센터

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토끼는 주로 귀정맥(marginal ear vein①)과 귀동맥(central ear artery②)에서 채혈을 할 수 있으며, 사람과 같은 방법으로 솜이나 부드러운 거즈를 이용하여 압박지혈을 합니다. 토끼귀의 혈관은 몸통에서 뻗어 나와 귀의 가운데로 주행하는 귀동맥(②)이 끝부분에서 양쪽으로 갈라져 귀정맥(①)으로 나눠져서 1개의 동맥과 2개의 정맥에서 채혈을 할 수 있습니다. 목적에 따라 정맥과 동맥 중에 선택하여 채혈을 할 수 있으며, 채혈 후 지혈을 확실히 해야 하는데, 특히 귀동맥(②)으로 채혈 할 경우 지혈을 더 오래 해야 합니다. 

건강한 성체에서 한번에 채혈할 수 있는 혈액량은 0.5~10ml 정도로 토끼의 크기와 계통에 따라 다를 수 있습니다. 채혈양이 많거나 반복적인 채혈을 했을 경우 채혈양만큼 피하수액(로 미지근하게 데운 생리식염수, ~10ml)을 투여하는 방법을 추천합니다.

아래의 사진은 토끼에서 귀정맥을 이용한 채혈 과정을 보여주고 있습니다.

  1) 채혈하기 10~15분 전에 손가락 한마디 정도의 국소마취크림(EMLA Cream)을 채혈하려는 혈관 위에 두툼하게 발라줍니다. 국소마취를 하지 않으면 바늘 삽입 시 토끼가 움직여서 실패할 확률이 높습니다.

  2) 채혈하기 전에 토끼는 담요 등을 이용하여 보정하거나 약물을 사용하여 진정시켜줍니다. 하지만 진정제 등의 약물을 투여했을 경우 혈관 확장이 잘 되지 않을 수 있습니다. 2인 1조로 한사람이 보정을 하고 다른 한사람이 채혈하는 것이 좋습니다.

  3) 채혈하려는 귀를 따뜻하게 하거나 부드럽게 자극을 주여 혈관을 확장시켜줍니다. 클리퍼로 채혈할 부위의 털을 약간씩 밀어줘도 됩니다. 특히 바깥쪽 혈관을 이용할 때는 제모를 해야 혈관이 잘 보입니다.

  4) 24G IV 카테터(catheter) 또는 19~23G 나비침(butterfly needle)을 정맥 또는 동맥에 삽입하고 주사기를 연결하여 천천히 채혈을 합니다. 혈관 내에 카테터를 삽입하는 방법이 어려울 경우 실험동물수의사 등의 전문가나 경험이 있는 사람에게 교육을 받고 진행하는 것을 추천합니다. 또한 귀정맥은 채혈 뿐만 아니라 약물의 투여경로로도 사용됩니다. 

  5) 필요한 양의 채혈이 완료되면 혈관내 카테터를 부드럽게 제거하고 마른 솜으로 2~5분간 압박하여 지혈을 합니다. 동맥으로 채혈했을 경우가 지혈 시간이 훨씬 길어집니다. 피가 완전히 멎은 것을 확인하고 동물을 케이지에 넣어야 합니다.

[귀정맥을 이용한 채혈 또는 약물 투여 순서]

* 그림출처: 가톨릭대학교 의생명산업연구원 실험동물센터
 

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C57BL/6가 아형(substrain)으로 갈라져서 The Jackson Laboratory에서 사육되면 C57BL/6J로, National Institutes of Health(NIH)에서 키워진 마우스를 C57BL/6N이라고 합니다. 
 

1921년 C.C. Little에 의해 확립된 C57BL은 1937년에 C57BL/6와 C57BL/10으로 아계(substrain)가 나뉘었는데요. 이 중 1948년에 C57BL/6의 24대 자손(F24)이 The Jax.(The Jackson Laboratory)로 옮겨져 C57BL/6J로 확립되었고, 그런 후 The Jax.에서 32대 자손(F32)이 1951년에 National Institutes of Health(NIH)로 건너가 C57BL/6N이 되었습니다. 이렇게 같은 계통(strain)이라 하더라도 이후에 차이가 확인될 경우 계통명 뒤에 슬래시(/) 표기 후 세대수, 기관의 명칭(J, N 등) 등을 붙이고 아형(substrain)으로 구분하며, 이동된 기관에 대한 표기도 함께 할수 있는데요. 예를 들어 C57BL/6NTac은 C57BL/6의 151대 자손(F151)이 1991년에 NIH(C57BL/6N)에서 Taconic Farms으로 옮겨져서 만들어졌으며 이에 대한 표기를 C57BL/6NTac로 한 것입니다.

C57BL/6J와 C57BL/6N의 유전적 차이는 확립 초기에는 12 SNP(Single Nucleotide Polymorphism)s 정도였으나, 이후에 점점 증가되어 2013년에 발표된 논문에 따르면 34 SNPs가 다른 것이 확인되었습니다. 이처럼 같은 조상에서 갈라져 나왔으나 키워진 장소가 다른 채로 오랜 시간이 지나게 되면서 유전적 변이가 확인되었는데요. 이로 인해 연구결과에 영향을 미칠 수 있는 부분들도 많은 것으로 발표되고 있습니다.
 

따라서 본인이 진행하는 실험에 어떤 substrain이 사용되어야 하는지 충분히 검토 후 실험을 진행해야 합니다. 

[예시]  
 

- F1N.Scn1a +/−(C57BL/6N background)가 F1J.Scn1a +/− (C57BL/6J background) 에 비해 hyperthermia‐induced seizure가 잘 유도됨.

- 수컷 C57BL/6J가 C57BL/6N에 비해 로타로드 측정(rotarod assay)에서 운동적응력(motor coordination)이 높았고, 조건부 공포(conditional fear)의 정도가 감소된 것이 확인됨.
 

국내에서 생산되는 업체별 C57BL/6의 아형은 다음과 같습니다. 

- 오리엔트바이오: C57BL/6NCrljOri (http://www.orientbio.co.kr/sub2/sub1_1.asp?cate1=1001&cate2=2002)

- 코아텍: C57BL/6NHsd (http://www.koatech.co.kr/sub02/01.php)

- 샘타코: C57BL/6NTacSam (http://www.samtako.com/bbs/board.php?bo_table=b1#)

국내에서 생산되는 C57BL/6은 대부분 C57BL/6N이므로, C57BL/6J로 실험을 진행해야 할 경우 수입업체를 통해 The Jackson Laboratory로부터 직접 수입을 하거나 일본 등에서 유지되고 있는 C57BL/6J(생산업체 SLC)를 수입하면 됩니다.
수입대행업체: 두열바이오텍, 라온바이오, 새론바이오, 오리엔트바이오, 중앙실험동물 등

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꼬리가 빨갛게 부었거나 상처가 없다면, 이렇게 꼬리가 휜 경우는 kinked tail(knk) 유전자로 인한 변이(mutation)로 보입니다. knk heterozygote인 경우, 꼬리 척추의 기형(dysmorphology)과 융합(vertebral fusion)으로 꼬리가 휜 형태로 태어나며 homozygote는 발생과정에서 사산됩니다. 이러한 증상은 기형으로 번식에 사용하는 것은 바람직하지 않으며 척추 또는 발생 과정의 실험에도 배제하는 것이 적절합니다.

* 그림 출처: 가톨릭대학교 의생명사업연구원 실험동물연구센터

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꼬리가 없는 것은 Brachyury gene(T)의 변이(mutation)로 인한 증상으로 기형입니다.

이 유전자가 변이된 수정란(embryo)은 중배엽 이상(mesoderm abnormality)과 척삭(notochord)의 미형성을 동반하게 되는데요. T/T형의 homozygote인 경우 자궁 내에서 사산되고, T/+형의 heterozygote인 경우 짧고 뭉툭한 꼬리를 갖게 됩니다. 이러한 증상은 기형으로, 번식에 사용하는 것은 바람직하지 않으며, 척추 또는 발생 과정의 실험에도 배제하는 것이 적절합니다.

* 그림 출처: 가톨릭대학교 의생명사업연구원 실험동물연구센터

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개체들끼리 털을 뽑는 털뽑기(barbering) 증상으로, 감염성 질병은 아닙니다.

피부에 상처가 없거나 별다른 이상이 관찰되지 않는 상태라면, 이런 현상은 마우스가 스스로 또는 함께 자라는 다른 개체의 털이나 수염을 과도하게 그루밍하는 것입니다. 4마리 중에 탈모가 없는 1마리가 털을 뽑는 원인개체로 보이는데요. 털이 뽑힌 개체들은 2~3주가 지나면 다시 털이 자라지만, 이로 인해 예민한 반응을 보이거나 스트레스 증상이 확인 될 경우 원인개체를 분리해주는 것이 좋습니다. 주로 암컷 개체들 사이에서 서열 확인 시에 발생되는 것으로 알려져 있으나 수컷들에서도 이런 증상이 관찰될 수 있으며, 케이지 내에 마우스 하우스, play tunnel 등의 은신처와 nesting filter 등의 enrichment를 넣어주는 것이 예방에 도움이 될수 있습니다.

* 그림 출처: 가톨릭대학교 의생명산업연구원 실험동물연구센터

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C57BL/6N, 8~10주령의 경우 아래 표와 같은 정상 수치를 가집니다.

* Non-fasted samples

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[준비]

500㎕-1㎖ 주사기, 27~30G needle, heating 장치, Isoflurane 마취(선택)

[방법]

1. 마우스 체중과 투여량 확인. (체중의 1%를 넘지 않도록 함)

2. 투여 전 5~10분간 마우스 꼬리를 따뜻하게 하여 정맥 혈관을 확장시킴.

3. 동물을 가볍게 마취하는 것이 권장됨.

4. 마취된 동물은 안전한 열원 옆 혹은 온수패드에 눕혀 마취하는 동안 체온을 유지함.

5. 의식이 있는 동물은 보정장치를 사용함.

6. 한 손으로 꼬리를 잡고, 다른 손으로 주사기를 잡음.

7. 마우스 한마리당 하나의 주사기+needle 사용 권장함. 

8. 주사기를 꼬리와 평행이 되도록 유지하면서 니들의 경사진 면이 위로 가도록 정맥으로 넣음.

9. 정맥 내 needle이 위치하면 주사기 끝에 혈액이 비칠 수 있음. 제대로 위치를 잡았다면 needle이 정맥으로 부드럽게 들어감. 

10. 천천히 주입함. 저항이 있거나 needle 위로 물집 혹은 흰색 영역이 나타나는 경우, needle을 제거하고 첫번째 위치 위에 다시 삽입해야 함.

11. 주사 후 바늘을 제거하고 출혈이 멈출 때까지 부드럽게 압박함.

2. 동물이 마취된 경우, 회복 과정에서 동물을 모니터링함.

13. 동물을 케이지로 되돌리고 출혈이 다시 시작되지 않았는지 관찰함.

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1. 1cc 주사기(tuberculin syringe), 25G  바늘(needle) 준비.

2. 주사 바늘을 하복부의 정중선에 가까운 우측(마지막 유두의 앞내측)으로 위치시킴.

  - 복부 왼쪽에 위치한 액체로 찬 맹장을 피할 수 있음. 

  - 오른쪽에 위치한 소장은 바늘로 찔릴 가능성이 낮음. (간이 위치한 오른쪽 상복부를 찌르지 않을 것)

3. 30도 각도로 바늘을 5mm정도 찔러 넣고, 다시 바늘을 90도로 세워서 복강내에 위치시킴.

4. 주사기의 내관을 뒤로 당겨 혈액이나 황갈색 액체(장관내용물)가 빨리지 않는 것을 확인 후 약물을 주입함.

  - 바늘이 혈관, 장, 방광을 관통하지 않았는지 확인 가능함.

5. 최대 20ml/kg까지 투여 가능함.

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