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  • 448 형질전환 당뇨, 비만 마우스 모델이 너무 다양한데, 연구 목적에 맞는 모델은 어떻게 고르면 되나요? 마우스/랫드 형질전환
    - 형질전환 당뇨 및 비만 마우스 모델은 매우 다양하며, 각각의 모델은 각기 다른 특성과 질환의 진행 양상을 보입니다. 따라서 실험 목적에 따라 적절한 동물 모델의 선택이 중요합니다.
     
    - 1형 당뇨는 유전적 요인과 환경적 요인 등에 의한 자가면역반응으로 췌장 β-cell이 파괴되어 비가역적인 인슐린 저하가 나타나는 질병을 의미하고, 2형 당뇨는 인슐린 저항성으로 인슐린이 제기능을 하지 못해 고인슐린혈증 또는 고혈당이 관찰되기도 하는 질병을 의미합니다.
     
    - 일반적으로 제 1형 당뇨병 연구에는 자가면역 반응을 보이는 모델이 선호되며, 제 2형 당뇨병 연구에는 비만형, 비비만형, 고혈당형, 인슐린 저항성형, 그리고 베타세포 저항성 모델 등 연구 목적에 맞게 다양한 모델이 사용됩니다.
     
    - T1DM(Type 1 diabetes)의 주요 모델로는 NOD mouse, Diabetes-prone BB rat가 널리 사용되고 있습니다.
     
        • NOD mouse는 female 약 90%, male 약60%에서 T-cell 매개에 의한 면역반응으로 당뇨가 유도됩니다. 비교적 다루기 쉽고 구하기 쉽지만 사람에서의 증상과 차이점이 많으며, 물리적 환경에 의한 영향이 커서 SPF 환경에서 사육해야 합니다.
     
        • Diabetes-prone BB rat는 사람의 증상과 유사하다는 장점이 있습니다. BB rats(DP-BB/Wor과 DR-BB/wor)는 두가지 타입이 있으며, DR-BB rat에서는 Lymphopenia와 T-cell leukemia가 관찰되지 않아 DP-BB rat보다 장점이 많습니다.
     
    - T2DM(Type 2 diabetes)의 주요 모델로는 비만과 연관된 ZFR, ZDF, ob/ob, db/db, KK mouse가 있으며, 비만이 아닌 T2DM 연구를 위해서는 GK rats, Akita mouse 등이 널리 사용된다.
     
    - C57BL/6J mouse에서 고지방식이를 통해 T2DM을 유도할 수 있으며, 현저한 비만, 고인슐린혈증, 인슐린 저항성, 당내성을 보입니니다.
     
    - 그 외에도 Alloxon이나 Streptozotocin 과 같은 Chemical을 이용하여 모델링 하는 방법이 있고, 수술적으로는 췌장을 절단한 Surgical 모델이 있습니다.
     
    - 당뇨 또는 비만 연구를 위한 동물 모델 선정 시, 리뷰 논문을 살펴보거나, The Jackson Laboratory, IMSR(International Mouse Strain Resource), NC3Rs 등과 같은 공식 가이드라인을 참고할 수 있습니다. 또는 주요 후보 모델 2~3종을 비교한 Pilot 실험을 통해 최적의 모델을 찾을 수 있습니다.
     

    (그림출처) Type 2 Diabetes model 참고 자료, The Jackson Laboratory 홈페이지

     

    유사질문
    • 당뇨 또는 비만 연구를 위한 동물 모델 선정 시 참고할 수 있는 기준이나 자료는 있나요?
    References
    형질전환 당뇨 비만 모델링 대사질환
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  • 447 Tamoxifen을 이용한 Cre 유도 시스템은 무엇이며 성체 마우스에서의 투여 방법, 투여 시 주의사항은 어떤 것이 있나요? 마우스/랫드 형질전환
    - Conditional Knockout은 Cre/loxP 시스템을 기초로 하며 Cre  recombinase가 loxP 부위를 인식함으로써 loxP 서열 사이의 목표 유전자가 제거되는 방식입니다. Cre recombinase는 Cre transgene 앞쪽의 조직 및 세포 특이적 promotor로 인하여 활성화 장소가 결정되어 목표 유전자를 정해진 조직이나 세포에서 비활성화하게 됩니다.
     
    - Cre transgene은 Cre recombinase와 돌연변이가 있는 리간드 결합 도메인을 가진 에스트로겐 수용기(Estrogen receptor, ER)가 결합된 CreER 폴리펩타이드를 코딩하는 유전자입니다.적절한 리간드가 없을 때 CreER recombinase는 Heat shock protein(Hsp90)과 결합되어 있어 세포질 내에 존재하게 되고 tamoxifen이나 4-Hydroxytamoxifen(4-OHT)를 투여하면 Hsp90이 분리되어 핵 내로 이동하게 됩니다. 핵 안에서 CreER은 표적 유전자의 조건부 대립유전자(conditional allele)에 존재하는 loxP 서열을 인식하고 재조합을 매개합니다. 이러한 유도 시스템을 사용하면 유전자 파괴를 특정 조직이나 세포에서 유도할 수 있으며 tamoxifen 투여시점을 조절하여 목표 유전자의 비활성이 발생하는 시간을 연구자가 직접 설정할 수 있습니다.
     
    - Tamoxifen은 주로 복강 내(Intraperitoneal) 또는 경구(Oral gavage) 투여 방법을 사용하며 피하주사나 사료에 혼합하여 급여하는 방법도 사용될 수 있습니다.
     
       1) 경구투여: 3mg/day, 5일간 반복 투여. 50°C의 Corn oil과 혼합하여 교반기에서 2시간 동안 용해시켜 사용.
     
       2) 복강 내 투여:  75-100 mg/kg/day, 2-5일간 반복투여. 소량의 Ethanol에 용해한 후 Corn oil에 섞거나 Corn oil에 혼합한 후 교반기에서 37°C로 Overnight 하여 사용.
     
    - Tamoxifen 투여 시 주의사항은 아래와 같습니다.
     
       1) 독성: Tamoxifen은 선택적 에스트로겐 수용체 조절제로서 발암성, 생식독성, 수생환경유해성 등을 나타내는 물질입니다. 동물에서 독성으로 인한 체중 감소나 부작용을 면밀히 모니터링 해야 하며 MSDS를 확인하여 적절한 안전대책을 수립하여 사용하여야 합니다. 연구자는 적절한 PPE를 장착하고 tamoxifen 용액을 제조하거나 투여할 때 fume hood나 BSC 안에서 작업해야 합니다. 또한 동물에 투여된 tamoxifen과 그 대사체는 대소변으로 통해 배출되는 것으로 알려져 있으므로 투여 후 최소 72시간이 경과된 후에 깔짚을 교체하고 유해 폐기물로 배출해야 합니다.
       
        2) 또한 임신 가능성이 있거나 수유중인 연구자는 tamoxifen을 다룰 때 특히 주의를 기울여야 합니다.
       
        3) 투여 시기: 조직 특이적 Cre 발현 마우스에서는 해당 조직이 활성화되는 생애 단계에서 투여해야 효율적이며 tamoxifen 투여 후 유전자 재조합은 조직에 따라 발현시점이 달라질 수 있으나 일반적으로 1-5일 내에 시작되므로 최종 투여 후 7일 경과 후에 부검이나 조직 분석을 진행하는 것이 권장됩니다.
     
    유사질문
    • Tamoxifen 유도 Cre 시스템의 작동 원리와 실험 설계 시 고려해야 할 점은 무엇인가요?
    References
      1) Feil S, Valtcheva N, Feil R. Inducible Cre mice. Methods Mol Biol. 2009;530:343-363. doi:10.1007/978-1-59745-471-1_18
       
      2) Le Y, Sauer B. Conditional gene knockout using Cre recombinase. Mol Biotechnol. 2001;17(3):269-275. doi:10.1385/MB:17:3:269
       
      3) Donocoff RS, Teteloshvili N, Chung H, Shoulson R, Creusot RJ. Optimization of tamoxifen-induced Cre activity and its effect on immune cell populations. Sci Rep. 2020;10(1):15244. Published 2020 Sep 17. doi:10.1038/s41598-020-72179-0
       
      4) Sigma-Aldrich. Tamoxifen. Product No. T5648. Version 6.7. Revision Date: May 29, 2024. Date of First Issue: October 23, 2019. https://www.sigmaaldrich.com/KR/en/sds/SIGMA/T5648. Accessed July 9, 2025.
       
      5) Fromson JM, Pearson S, Bramah S. The metabolism of tamoxifen (I.C.I. 46,474). I. In laboratory animals. Xenobiotica. 1973;3(11):693-709. doi:10.3109/00498257309151594
    형질전환 Tamoxifen Cre-loxP Recombination Gene Expression Conditional Knockout
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  • 446 형질전환 마우스의 Copy Number Variation(CNV)이 발생하는 원인과 그 영향은 무엇인가요? 마우스/랫드 형질전환
    - Replication Stress: DNA 복제 과정에서 스트레스 요인에 의해 복제가 지연되거나 정지될 수 있으며 이로 인해 DNA가 불안정해질 수 있습니다.  형질 전환 마우스 제작 시 외래 유전자 삽입으로 인하여 유전체에 길고 비정상적인 구조가 생성되면 복제 포크(replication fork)가 해당 부위에서 멈추거나 붕괴될 수 있습니다. 그 결과로 복제 수선 오류(replication error)가 발생하면서 copy number가 불안정해져 CNV가 발생할 수 있습니다.
     
    - Transgene Integration:  길이가 긴 이식 유전자(transgene)를 유전체에 삽입할 때 상동 재조합 오류나 복제 수선 오류로 인하여 CNV가 발생할 수 있으며 특히 수컷 마우스에서 생식 장애를 유발할 수 있습니다.
     
    - Spontaneous Mutations: C57BL/6와 같은 고도 근교계 계통에서 자연적으로(spontaneously) 발생할 수 있습니다.
     
    - CNV의 영향은 아래와 같습니다.
     
      1) 유전자 발현 변화: CNV로 인하여 인접한 유전자에 영향을 주는 인자(Cis-regulatory Elements)가 중복되거나 결실될 경우 영역 내의 유전자 발현을 직접적으로 변화시킬 수 있습니다. (예: 인접 CNV로 인한 Ide(Insulin-degrading enzyme) 발현량 변화)
     
      2) 표현형에의 영향: CNV는 체중, 지질대사, 포도당 항상성과 연관되어 있으며, 특히 길이가 긴 transgene으로 인하여 유발된 CNV는 정자발생(Spermatogenesis)을 손상시켜 생식력을 저하시킵니다.
     
      3) 질환 모델: 마우스의 CNV는 인간의 병원성(Pathogenic) CNV를 모사할 수 있으며 형질전환 마우스에서 나타나는 복합 CNV 구조(Complex CNV structures)는 인간 암이나 발달장애에서 관찰되는 구조적 이상과 유사한 특징을 보입니다. 따라서 CNV를 이용하여 신경발달장애, 선천성 심장 기형, 골격 이상 등의 다양한 질환 연구 모델로 활용될 수 있습니다.
    유사질문
    • 형질전환 마우스에서 삽입된 유전자의 복제 수는 어떻게 결정되며 이것이 실험 결과에 어떤 영향을 줄 수 있나요?
    References
      1) Shaikh N, Mazzagatti A, De Angelis S, et al. Replication stress generates distinctive landscapes of DNA copy number alterations and chromosome scale losses. Genome Biol. 2022;23(1):223. Published 2022 Oct 20. doi:10.1186/s13059-022-02781-0
       
      2) Arlt MF, Rajendran S, Birkeland SR, Wilson TE, Glover TW. De novo CNV formation in mouse embryonic stem cells occurs in the absence of Xrcc4-dependent nonhomologous end joining. PLoS Genet. 2012;8(9):e1002981. doi:10.1371/journal.pgen.1002981.
       
      3) Mihola O, Kobets T, Krivankova K, et al. Copy-number variation introduced by long transgenes compromises mouse male fertility independently of pachytene checkpoints. Chromosoma. 2020;129(1):69-82. doi:10.1007/s00412-019-00730-8
       
      4) Watkins-Chow DE, Pavan WJ. Genomic copy number and expression variation within the C57BL/6J inbred mouse strain. Genome Res. 2008;18(1):60-66. doi:10.1101/gr.6927808
    형질전환 Copy Number Variation Transgene Integration Phenotypic Variability
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  • 445 표현형 분석은 실험의 어느 시점에서 수행하는 것이 가장 적절한가요? 마우스/랫드 형질전환
    - 표현형 분석은 유전자가 발현되는 시기와 기대하는 표현형의 시기가 일치해야 정확한 결과를 해석할 수 있습니다. 마우스가 성체(9~16주)가 되었을 때 분석하는 것이 가장 일반적인 표현형 분석 시점이지만, 경우에 따라 다음과 같은 요소들을 고려하여 표현형 분석 시기를 결정하여야 합니다.
     
     
    ① 유전자 발현 시기: 유전자가 활발히 발현되는 시기에 분석 진행. 일반적으로 발현 시기는 선행 논문, reporter gene, 또는 RNA/protein 발현 분석을 통해 확인할 수 있음
     
    ② 조직/질환 특이성: 신경계 표현형은 시냅스 형성 및 행동 변화가 활발해지는 생후 6~8주 시점, 대사 표현형은 10주 이상, 종양이나 만성 질환 모델은 3~6개월 이상, 이는 각 질환에서 주요 표현형이 관찰되기 시작하는 시점을 기준으로 함
     
    ③ 유도 시스템 사용: Tamoxifen 등 유도 약물 처리 이후의 적절한 시간 간격을 고려. (예: Cre-loxP 시스템에서 유도 후 5~7일 이내에 분석을 시작하는 것이 일반적임)
     
     
    - 분석 시점은 유전자 기능과 표현형 발현 시점을 기반으로 설정되어야 하며, 파일럿 실험을 통해 최적 타이밍을 사전 확인하는 것이 매우 중요합니다.
     
     
    - 질병 진행이나 유전자 발현의 시간 경과에 따른 변화를 비교할 경우에는 longitudinal study를 고려하여야 합니다. Longitudinal study는 동일 개체를 여러 시점에서 반복적으로 분석하므로 개체 차를 줄이고 표현형 발현의 시작 시점을 추적할 수 있습니다. 특히 노화 관련 질환, 대사 질환, 종양 연구에서 유용하게 사용할 수 있습니다.
    유사질문
    • 표현형 분석 시기를 결정할 때 어떤 기준을 고려해야 하나요?
    References
      1) The International Mouse Phenotyping Consortium. Mouse phenotyping. The International Mouse Phenotyping Consortium. Accessed July 9, 2025. https://www.ebi.ac.uk/training/online/courses/international-mouse-phenotyping-consortium/how-is-impc-data-generated/how-are-mice-phenotyped/
       
      2) Papaioannou VE, Behringer RR. Strategies for the Production and Phenotypic Analysis of Mutations in the Mouse. Cold Spring Harb Protoc. Published online November 6, 2023. doi:10.1101/pdb.over107955
    형질전환 Phenotyping Gene Expression Developmental stage
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  • 444 면역학 실험을 처음 설계하는데 유전자 변형 마우스의 C57BL/6와 BALB/c 계통 중 어떤 strain을 선택해야 하나요? 마우스/랫드 형질전환
    - 유전자 변형 마우스(GEM; genetically engineered mouse)의 background strain 선택은 마우스의 표현형 분석, 면역 반응, 질병 감수성 등 다양한 생물학적 특성에 영향을 미치므로 매우 중요한 요소입니다. C57BL/6과 BALB/c는 둘 다 널리 사용되는 inbred strain이지만, 유전적 배경이 상이하여 실험 결과에 미치는 영향이 다릅니다. 이 두 종류의 마우스에 대해 선택할 때는 일반적으로 면역학의 차이를 고려합니다.
     
    - C57BL/6 계통은 유전자 변형에 가장 널리 사용되는 strain으로, 유전적 배경이 잘 정리되어 있으며, site-directed 유전자 조작이나 knockout 실험에 적합합니다. Th1 면역 반응이 우세하고, 인터페론 생산량이 높으며, 식이 유발 비만(DIO) 및 자가면역 뇌염(EAE) 같은 질환 모델 연구에 적합합니다. 유전자 편집을 위한 ES cell 활용도는 낮지만, 많은 knock-out 마우스가 이 배경으로 backcross되어 있어 후속 연구에 유리합니다. 단, C57BL/6의 여러 아계(substrain) 간에는 많은 차이가 있으므로, 적용 시 그것들의 차이점에 대해 확인해야 합니다.
     
    - 반면, BALB/c 계통은 항체 생성, 종양학, 감염병 연구에 자주 활용되며, Th2 면역 반응이 우세하고 체액 면역이 강한 특징을 가집니다. 하이브리도마 제작, 단일클론 항체 생산, 염증성 질환 모델에 많이 사용됩니다.
     
    - C57BL/6 마우스와 BALB/c 마우스는 h1과 Th2 면역반응이 다릅니다. C57BL/6 마우스에서 Th1 면역반응 및 IFNγ 생성이 지배적인 반면, BALB/c 마우스는 Th2 면역반응을 유발하기 쉬우며 이는 전염병 및 알레르기 반응에서 흔하게 나타납니다. 또한 BALB/c마우스는 C57BL/6 마우스에 비해 더 강한 체액 반응을 나타내는 경향이 있습니다. 이 두 계통은 면역계 유전자의 주요 위치인 MHC 클래스 I 유전자(H2)에서 차이를 보입니다. BALB/c는 H2<sup>d</sup>, C57BL/6은 H2<sup>b</sup> 하플로타입을 가지며, 이는 T세포 반응성, 항원 제시, 이식 거부 반응 등에 영향을 줄 수 있습니다. 단, 일부 항체는 이 차이를 구별하지 못할 수 있으므로 사용 시 주의가 필요합니다. 또한, 수지상세포에서 IL-12 생성 차이는 두 계통이 Listeria monocytogenes 감염에 대해 보이는 민감도 차이의 원인이 되며, 실험 감염 모델에서도 차별화된 반응을 보입니다.
     
    - 이처럼 유전적 배경이 실험 결과와 표현형에 중대한 영향을 줄 수 있으므로, 실험 목표와 유도하고자 하는 면역 반응 유형(Th1 vs Th2), 질병 모델의 특성, 기존 문헌을 종합적으로 검토하여 strain을 선택해야 합니다. 실험 결과의 일반화 가능성과 타 연구와의 비교 가능성도 고려할 필요가 있습니다.
    유사질문
    • 유전자 변형 마우스 제작 시 C57BL/6와 BALB/c strain의 유전적 배경 차이는 무엇인가요?
    References
      1) Fukushima A, Yamaguchi T, Ishida W, Fukata K, Ueno H. Genetic background determines susceptibility to experimental immune-mediated blepharoconjunctivitis: comparison of BALB/c and C57BL/6 mice. Exp Eye Res. 2006;82(2):210-218. doi:10.1016/j.exer.2005.06.014
    C57BL/6 BALB/c Genetic background 유전자변형마우스 strain 선택
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  • 443 유전자 변형 비만/당뇨 마우스 모델의 사육 시 스트레스 최소화를 위한 주의사항은 무엇인가요? 마우스/랫드 형질전환
    - 유전자 변형 비만 및 당뇨 마우스 모델은 특정 대사 및 생리적 이상을 가지고 있어 스트레스에 민감하며, 이에 따라 실험 결과에도 영향을 줄 수 있으므로 세심한 사육 관리가 필요합니다.
     
    - 먼저, 체온 조절 기능에 이상이 있는 비만 마우스는 찬 공기나 냉기가 유입되는 벽이나 위치에서 멀리 떨어진 곳에 배치해야 합니다.
     
    - 마우스 케이지는 소음이나 이동이 잦은 문이나 싱크대 주변을 피하여 배치하고, 케이지 랙은 진동을 유발할 수 있는 장비(예: 공조기)가 설치된 벽에서 몇 센티 이상 떨어진 곳에 배치하여 불필요한 스트레스를 받지 않도록 해야 합니다.
     
    - 소변량이 많은 다뇨증 (polyuric) 마우스는 낮은 밀도로 사육하는 것이 좋습니다.
     
    - 케이지 깔짚은 적절한 빈도로(일주일에 한 번 또는 당뇨병 및 다뇨증인 경우 필요시 더 자주) 교체하여 위생 상태를 유지해야 합니다.
     
    - 다식성(hyperphagic) 비만 모델 마우스의 경우, 사료가 지나치게 단단하면 치아 마모로 인해 섭취가 어려워지고 결과적으로 체중이 감소할 수 있으므로, 특히 고압멸균 처리된 사료는 단단해지지 않도록 주의해야 합니다.
     
    - 마우스를 취급할 때는 조용하고 부드럽게 다루어야 하며, 케이지마다 새 장갑을 착용하거나 핀셋을 사용하는 것이 권장됩니다.  또한 불필요한 잦은 관찰은 스트레스를 유발할 수 있으므로 자제해야 합니다.
     
    - 서로 다른 배송 박스에서 온 마우스를 한 케이지에 혼합해 사육하지 않아야 하며, 싸움을 예방하고 사회적 스트레스를 줄이기 위해 은신처나 둥지 재료 등 풍부한 환경을 제공하는 것이 중요합니다.  마지막으로, 물과 사료가 충분히 제공되고 있는지를 자주 점검해야 합니다.
    유사질문
    • 비만/당뇨 유전자 변형 마우스의 품질관리를 위한 사육 환경 요소는 무엇인가요?
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  • 442 C57BL/6 x 129 혼합 배경(B6;129)을 가진 knockout 마우스 모델의 실험 대조군으로 적합한 마우스 계통 또는 교배 방식은 무엇인가요? 마우스/랫드 형질전환
     
    - C57BL/6와 129 계통의 혼합 배경(B6;129)을 가진 knockout 마우스는 두 가지 서로 다른 순계 계통에서 유래한 유전자가 섞여 있는 상태입니다. 이러한 경우, 대조군을 선택할 때 유전적 배경의 차이를 최소화해야 하므로, knockout 마우스와 유사한 유전적 조합을 가진 개체를 사용하는 것이 매우 중요합니다. 유전적 배경이 실험 결과에 큰 영향을 미칠 수 있기 때문에, 적절하지 않은 대조군을 사용할 경우 유전자 변이에 의한 표현형인지, 배경 유전자에 의한 차이인지 해석하기 어렵게 됩니다.
     
    - Jackson Laboratory의 가이드라인에 따르면, 혼합 배경(B6;129)을 가진 마우스의 대조군으로 가장 적절한 선택은 B6 x 129의 F2 하이브리드 마우스입니다. 이들은 C57BL/6와 129 순계를 교배한 F1 개체들을 다시 교배하여 얻은 마우스로, 유전자들이 분리되어 각 개체가 서로 다른 조합의 대립유전자를 가지게 됩니다. 이러한 유전적 다양성은 혼합 배경을 가진 knockout 마우스의 유전적 배경과 유사하므로, 비교적 적절한 대조군이 될 수 있습니다.
     
    - 다만, F2 하이브리드는 각 개체 간 유전적 조합이 다르기 때문에, knockout 마우스와 정확히 동일한 유전적 구성을 가지지는 않습니다. 따라서 F2 하이브리드는 'approximate control', 즉 '대략적인 대조군'으로 간주되며, 해석 시 그 한계를 인지할 필요가 있습니다. 특히 유전자 변형 마우스가 특정한 inbred strain(예: C57BL/6)으로 5세대 이상 백크로스된 경우에는, 일부 유전자가 고정되어 있을 수 있어 해당 inbred strain의 마우스가 유전적으로 더 근접한 대조군이 될 수 있습니다.
     
    - 한편, 가능하다면 가장 이상적인 대조군은 knockout 마우스와 같은 번식군에서 얻은 야생형(wild-type) littermate입니다. 이러한 개체는 유전적 배경 뿐 아니라, 생후 성장 환경, 어미의 영향 등 환경적 요인도 거의 동일하므로, knockout 유전자에 의한 효과만을 비교하는 데 가장 적합한 조건을 제공합니다. 그러나 번식 방식이나 실험 디자인에 따라 littermate 확보가 어려운 경우, F2 하이브리드를 선택하는 것이 일반적인 대안입니다.
     
    - 또한, 129 계통에는 여러 하위 계통(substrain)이 존재하며, 이들 간 유전적 차이가 크기 때문에, knockout 마우스가 어떤 129 substrain에서 유래했는지를 파악하는 것도 중요합니다. 예를 들어, Jackson Laboratory에서는 C57BL/6J와 129P3/J로부터 유래된 F2 하이브리드(B6129PF2/J)는 B6;129P 계통에 적합한 대조군으로, C57BL/6J와 129S1/SvImJ로부터 유래된 F2 하이브리드(B6129SF2/J)는 B6;129S 계통에 적합하다고 권장하고 있습니다. 따라서 knockout 마우스의 개발 및 유지 과정에서 사용된 129 하위 계통을 명확히 아는 것이, 정확하고 일관된 대조군 설정을 위한 전제 조건입니다.
    유사질문
    • B6;129 혼합 배경의 유전자변형 마우스에 적절한 대조군은 무엇인가요?
    References
    Knockout Mouse (KO Mouse) B6;129 background Genetic control F2 hybrid Littermate Controls
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  • 441 형질전환 마우스 colony 관리 시 기록지 작성에는 어떤 것을 포함시켜야 할까요? 마우스/랫드 형질전환
    - 형질전환 마우스를 이용한 실험에서는 유전자형에 따라 생존율, 번식력, 표현형이 다르게 나타날 수 있기 때문에 colony를 체계적으로 관리하는 것이 매우 중요합니다. 특히 유전형을 기준으로 실험에 사용할 개체를 선택하거나, 동일한 유전적 배경을 가진 대조군을 설정해야 하는 실험에서는 개체별 정보를 정확하게 추적할 수 있는 기록 관리가 필수적입니다.
     
    - 마우스 개체의 교배 이력, 유전자형, 번식력, 생존율 등을 정리한 기록지를 지속적으로 유지하는 것이 colony의 안정성과 실험의 신뢰성을 높이는 데 핵심적인 역할을 합니다. 또한 동물실험계획서 심의후감독(post approval monitoring, PAM)과 같은 동물실험윤리위원회(IACUC)의 실사에 대응하기 위해서도, 번식과 사육 과정의 기록을 투명하게 관리해야 합니다. 기록지를 체계적으로 작성하면 실험의 재현성을 높일 수 있을 뿐 아니라, 번식군의 장기적인 운영 전략을 수립하는 데도 도움이 됩니다.
     
    - 기록지에는 마우스 개체에 대한 기본 정보와 번식 이력이 포함되어야 하며, 이는 colony 내 개체 추적과 유전자형 분포 분석의 기초가 됩니다. 개체 정보에는 먼저 각 마우스의 고유 식별번호(ID)를 명확히 기재해야 하며, 귀표(tag) 또는 발가락 절제 방법 등을 통해 부여한 번호를 기준으로 출생일과 성별을 함께 기록합니다. 이 정보는 개체의 생애 주기와 번식력을 평가하는 데 중요한 기초 자료가 됩니다.
     
    - 번식 이력에는 교배 시작일과 종료일, 교배 방식(예: 1:1 또는 1:2), 교배에 사용된 암수 개체의 ID, 그리고 분만일, 산자 수, 성비 등의 정보가 포함되어야 합니다. 산자 중 생존하지 못한 개체 수나 기형 등의 특이사항도 함께 기록하면 colony의 건강상태 및 번식 품질을 평가하는 데 유리합니다. 이러한 번식 기록을 장기적으로 축적하면 특정 교배 조합의 번식 성공률이나 유전자형별 생존율 등을 분석하는 데도 활용할 수 있습니다.
     
    - 기록지에는 유전자형 분석에 대한 세부 내용도 포함되어야 합니다. 분석일, 샘플 채취일, 분석을 수행한 실험자, 사용한 분석 방법(PCR, qPCR 등) 등을 정확히 기재하며, 분석 결과가 수정되었을 경우 그 변경 이력까지 문서화해야 colony 내 유전정보의 신뢰도를 확보할 수 있습니다. 특히 형질전환 마우스는 외관상으로 유전자형을 구분하기 어려운 경우가 많기 때문에, genotyping 결과 기록은 군관리의 필수 요소입니다.
     
    - 이처럼 기록지는 단순한 정보의 축적 수단이 아니라, colony의 품질을 관리하고 실험의 정확도와 재현성을 높이며, 연구 윤리 기준을 준수하기 위한 핵심 도구로 활용됩니다. 기록은 종이 양식, 엑셀 파일, 또는 Mouse Colony Management 소프트웨어 등을 통해 관리할 수 있으며, 연구실 또는 기관에서 사용하는 표준 양식을 바탕으로 하되, 실험에 사용하는 계통의 특성과 목적에 따라 필요한 항목을 보완하여 작성하는 것이 바람직합니다.
    유사질문
    • 유전자형 분석 결과를 colony 기록지에 어떻게 반영하고 추적해야 하나요?
    References
      1) The Jackson Laboratory. Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice. Accessed July 10, 2025. https://research.uci.edu/wp-content/uploads/JAX-breeding-strategies.pdf
      2) University of Wisconsin-Madison. Research Animal Resources Compliance. Mouse Colony Management. Accessed July 10, 2025. https://www.rarc.wisc.edu/tools_and_guides/techniques/mouse_colony_management.html
    Mouse Colony Management Breeding Records Genotyping 기록지
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  • 440 Heterozygote인 암컷과 수컷을 이용하여 매주 10마리씩의 실험용 암컷과 수컷 homozygote를 생산하려면 몇 마리의 번식 암컷이 필요한가요? 마우스/랫드 형질전환
    - 유전자 변형 마우스(KO, KI 등)를 활용한 생체 실험에서는 실험 조건에 적합한 유전자형을 가진 개체를 동일한 연령과 성별로 주기적으로 확보하는 것이 매우 중요합니다. 이를 위해서는 유전자형 분포, 산자 수, 번식 주기 등을 반영한 정량적이고 체계적인 번식 전략이 요구됩니다. 특히 heterozygote(+/-)인 암컷과 수컷을 교배하는 경우, 자손은 멘델의 유전 법칙에 따라 25%가 homozygote(-/-), 50%가 heterozygote(+/-), 나머지 25%는 wild-type(+/+)으로 분포하며, 이 중 실험에 적합한 homozygote 개체는 전체의 25%에 해당합니다.
     
    - 번식 계획을 수립하기에 앞서, 유전자 변형 마우스 계통의 번식 특성을 충분히 파악하는 것이 중요합니다. 예를 들어, 번식 기간을 몇 주로 설정할 것인지, 평균 산자 수는 몇 마리인지, 그리고 교배 방식은 1:1(pair), 1:2(trio), 또는 수컷 순환 방식 중 어떤 방법을 선택할 것인지 등을 결정해야 합니다. 이와 같은 기초 정보를 바탕으로 번식 전략을 설계하면 실험의 재현성을 높이고 colony 운영의 효율성을 확보할 수 있습니다.  
     
    - 본 사례는 매주 실험에 사용할 수 있는 homozygote 수컷과 암컷 각각 10마리, 총 20마리를 안정적으로 생산하기 위한 번식 암컷 수를 산정하는 과정입니다. 이를 위해 Jackson Laboratory에서 제공하는 ‘Breeding Colony Size Planning Worksheet’를 활용하여, 유전자형 비율, 출산 마릿수, 번식 기간, 성비, 여유 생산분(10%) 등을 반영해 주당 필요한 총 생산 마릿수를 계산하였습니다.
     
    - 실험에 필요한 20마리를 매주 확보하기 위해서는 여유 생산분을 포함하여 총 88마리의 새끼를 매주 생산해야 합니다. 마우스 한 배당 평균 산자 수는 6마리이며, 암컷 한 마리는 32주 동안 평균 4배를 출산할 수 있다고 가정했을 때, 암컷 한 마리가 주당 생산할 수 있는 마릿수는 약 0.75마리에 해당합니다. 따라서 매주 88마리를 생산하기 위해서는 약 118마리의 번식 암컷이 필요하다는 결론에 도달합니다.
     
    - 이 번식 전략에 따라 colony를 운영할 경우, 교배용 케이지는 1:1방식으로 118개가 필요하며, 1:2 방식으로 전환할 경우 54개의 케이지로 줄일 수 있습니다. 또한 매주 암컷 44마리와 수컷 44마리 정도가 이유되므로, 성별 분리 기준 5마리/케이지를 적용하면 약 18개의 이유용 케이지(약 9~10박스)를 추가로 확보해야 합니다.
     
    - 상기 계산은 실험에 사용할 동물의 성별, 여유 생산 마리 수, 그리고 출산 간격 등에 따라 달라질 수 있으므로, 연구자 본인의 실험 목적과 시설 여건에 맞게 번식 전략을 신중히 수립하는 것이 중요합니다.
    유사질문
    • 실험에 필요한 수의 knockout 마우스를 안정적으로 확보하기 위한 번식 전략은?
    References
      1) The Jackson Laboratory. Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice. Accessed July 10, 2025. https://research.uci.edu/wp-content/uploads/JAX-breeding-strategies.pdf
      2) Institut für Labortierkunde (LTK) - Institute of Laboratory Animal Science. The Breeding Colony Size Planning Work Sheet. Accessed July 10, 2025. https://www.ltk.uzh.ch/en/Breeding/Colony-Size-Planning
    Heterozygote Homozygote LitterSize Breeding
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  • 439 Crispr/Cas9 유전자 편집 기술을 이용한 마우스 제작 시 기존 방법 대비 장단점은 무엇일까요? 마우스/랫드 형질전환
    - CRISPR/Cas9(Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats / CRISPR-associated protein 9)은 세균이 바이러스로부터 자신을 방어하기 위해 사용하는 면역 시스템에서 유래한 것으로, 특정 DNA 부위를 자르고 원하는 유전자를 삽입하거나 제거할 수 있도록 해주는 "유전자 가위" 기술입니다.
     
    - ES (Embryonic Stem) cell 기반 유전자 조작 기법은 과거에 유전자변형 마우스 제작에 주로 사용되었던 방법입니다. 이 방법은 먼저 마우스의 배아에서 ES 세포를 추출하고 배양한 뒤, 원하는 유전자 부위를 변형할 수 있도록 타겟팅 벡터를 설계하여 세포 내로 도입합니다.그 후, 유전자 편집이 성공적으로 이루어진 ES 세포를 선별하고, 이를 마우스 배아(blastocyst)에 주입하여 키메라 마우스를 생성합니다. 이 키메라 마우스를 정상 마우스와 교배하여 생식세포 계통(germline)을 통해 유전되는 F1 세대를 확보하고, 최종적으로 F1 마우스의 유전형(genotype)을 확인합니다.이러한 과정은 전반적으로 복잡하고 많은 시간이 소요되었습니다.
     
    - CRISPR/Cas9 기술의 가장 큰 장점은, 설계된 sgRNA(single guide RNA) 와 Cas9 단백질 또는 mRNA를 수정란(zygote)에 직접 주입함으로써, 비교적 단순한 절차로 원하는 유전자의 편집을 유도할 수 있다는 점입니다. 이 방식은 기존의 ES 세포 기반 기법과 달리, ES 세포 배양이 필요 없고, 복잡한 타겟팅 벡터 제작 과정이 단순하며, 키메라 마우스 생성 과정 없이 직접 유전자 조작된 마우스를 얻울 수 있다는 점에서 실험 절차를 크게 단축 시킵니다. 따라서 태어난 마우스에서 유전형을 바로 확인함으로써 유전자 편집 성공 여부를 빠르게 평가할 수 있으며, 마우스 제작에 소요되는 전체 시간을 기존 대비 2-3배 이상 빠르게 단축할 수 있습니다.
    -또한, CRISPR/Cas9은 여러 개의 유전자를 동시에 조절(multiplex editing) 할 수 있어,기존 방식으로는 어려웠던 복합 유전 질환 모델, 유전자 간 상호작용 분석, 다유전자 조절 메커니즘 연구 등에 매우 효과적입니다.더불어, 이 기술은 표적 DNA 서열에 높은 특이성을 보이며, 비교적 낮은 비용과 높은 반복성으로 초보자도 빠르게 숙련할 수 있는 장점이 있어, 현재 유전자 기능 연구, 질병 모델링, 약물 반응 평가 등 다양한 분야에서 폭넓게 사용되고 있습니다.
     
    - 다만 CRISPR/Cas9 기술의 단점으로는 설계한 sgRNA가 유사한 염기서열을 가진 비표적 부위에도 결합할 수 있다는 점입니다. 이 현상을 오프 타겟 효과(Off-target effect)라고 하는데 이로 인해 예상하지 못한 유전자 변형이 발생할 수 있으며, 이는 실험 결과의 해석을 어렵게 하거나, 생리학적으로 의도하지 않은 현상을 유도할 수 있습니다.
     
    - 또한, 수정란 단계에서 유전자 편집이 일어나더라도 모든 세포에서 동일한 유전형이 반영되지 않는 경우가 있습니다.이로 인해 태어난 마우스(F0 세대)는 일부 조직에서만 유전자 편집이 이루어진 모자이크 개체가 될 수 있으므로, 정밀한 유전형 분석(genotyping)을 반드시 수행해야 합니다. CRISPR/Cas9 기술은 비교적 효율적으로 유전자의 제거(knockout)를 유도할 수 있지만,정교한 유전자 삽입(knock-in), 특히 길고 복잡한 서열의 삽입에는 효율이 낮은 경우가 많습니다. 따라서 연구에 적용할 때에는 이러한 기술적 한계와 주의점을 반드시 고려해야 합니다.
    유사질문
    • 최근 유전자 조작 마우스 제작에 CRISPR/Cas9 기술이 널리 사용되는 이유는 무엇인가요?
    References
      1) Taconic Bioscience. CRISPR Genome Engineering: Advantages and Limitations. Accessed July 10, 2025. https://www.taconic.com/resources/crispr-genome-engineering-advantages-limitations
       
      2) Haoyi Wang, Hui Yang, Chikdu S Shivalila, Meelad M Dawlaty, Albert W Cheng, Feng Zhang, Rudolf Jaenisch. One-step generation of mice carrying mutations in multiple genes by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 2013 May 9;153(4):910-8.2013.
       
      3) Maryam Mehravar, Abolfazl Shirazi, Mahboobeh Nazari, Mehdi Bana. Mosaicism in CRISPR/Cas9-mediated genome editing. Dev Biol 2019 Jan 15;445(2):156-162.(2019)
    CRISPRCas9 Mouse Model Gene Editing ES cell
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