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지식 FAQ

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  • 생물학적 활력이 동일 연령대의 다른 동물과 비교하여 현저하게 떨어져 있거나, 극심한 통증 반응으로 동물을 유지하기 어렵다고 판단되는 경우에는 설정된 인도적인 종료시점에 따라 안락사를 실시하여야 합니다. 

     


    이 때 감염 실험 혹은 LD50 측정 등 사망을 종료시점으로 설정한 경우에도, 동물이 빈사상태에 이르러 더 이상 회생가능성이 없다고 판단되면 죽음으로 간주하고 인도적으로 안락사를 진행해야 합니다. 혹은 체중측정을 동반하는 lethal challenge의 경우에도 체중변화 및 기타 임상증상 등에 따른 scoring system을 활용(예: 20% 체중감소, 4℃ 이상 체온 저하 등)하여 종료시점을 적용하는 것이 가능합니다.

     


    만성독성시험의 경우 해당 실험동물 생존율의 중간값 또는 그 이상 실험하는 경우 반드시 실험동물수의사와 협의하여 안락사를 위한 종료시점 범위를 확립할 수 있습니다. 백신 실험 중 paresis, paralysis, and/or convulsions 등의 증상을 보이는 동물은 사망으로 간주하여 인도적으로 안락사 할 수 있습니다.
     

    • LD50 측정 등 Survival Rate을 보는 실험에서 인도적인 종료시점은 어떻게 설정할 수 있을까요?
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  • 이산화탄소를 이용한 안락사는 설치류에서 흔히 사용되는 방법으로 이산화탄소의 빠른 억제작용 및 진통, 마취 효과는 잘 알려져 있으며 또한 저렴하고 비인화성으로 잘 구비된 장비와 함께 사용시 사용자에 대한 위험성도 낮습니다. 이 때 고통이나 스트레스를 동반하지 않고 빠른 시간 내에 무의식 및 안락사를 유도하기 위해서는 이산화탄소의 농도가 중요합니다.

     


    낮은 농도의 CO2(6% 내지 10%)에 장기간 노출되면 랫드의 코르티코스테론 및 개의 코르티솔이 증가하는 것으로 밝혀져 있으며, 반대로 너무 높은 농도인 100% CO2에 30초 동안 노출되는 경우에도 노르에피네프린이 증가하는 등의 스트레스 반응 유발된다고 합니다. 따라서 사전에 이산화탄소가 채워진 안락사 chamber에 동물을 넣는 것은 좋은 안락사 방법이 아닙니다. 또한 이산화탄소와 함께 산소를 공급하는 방법도 다른 수단에 의한 안락사보다 시간이 더 걸릴 수 있으므로 추천하지 않습니다. 

     


    이와 반대로 점진적 충전 방법(30~70% chamber volume/min)을 사용한 이산화탄소 노출은 의식불명 시작 전에 carbonic acid에 의한 수용체 활성화로 인한 통증을 유발할 가능성이 적습니다. 마취 농도의 점진적 충전 방법을 사용할 때에는 호흡 정지 후 최소 1분 동안 CO2 흐름을 유지해야 합니다. 

     

    Chamber 내의 동물이 호흡과 의식을 완전히 소실할 때까지 기다린 후(약 3~5분 소요) 동물을 꺼내어 심장이 정지되었는지 확인해야 합니다. 또한 신생 동물의 경우 이산화탄소에 의한 저산소증에 대해 저항력이 강하여 죽음에 이르기까지 보다 오랜 시간(최소 1.5배)이 필요하므로 마취제의 주사나 경추 탈골, 단두 등의 방법도 고려해야 합니다. 
     

    • CO2 안락사 Chamber에 Flowmeter를 달아 CO2 주입속도를 조정하려 합니다. 어떻게 하면 될까요?
    • 1. Leary S et al. AVMA guideline for the euthanasia of animal. 2020 Edition.
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  • 「동물보호법」 제47조(동물실험의 원칙) 제5항에서는 동물실험이 끝난 후 동물을 검사하여 정상적으로 회복한 경우, 해당 동물을 분양하거나 기증할 수 있다고 명시하고 있습니다. 따라서 실험 종료 후에 안락사를 하지 않아도 되며, 동물실험이 끝난 후 또는 실험이 중단된 후 검사 결과 정상적으로 회복한 동물은 분양이나 기증이 가능합니다. 본 법령은 2018년 3월에 개정이 되었으며, 실험 종료 동물의 분양 관련 세부 기준은 ‘실험견의 분양에 대한 가이드라인(농림축산검역본부, 2019년) ‘에 따릅니다.

     

    가이드라인의 주요 내용은 ① 실험동물 분양을 위한 일반사항, ② 세부참고사항, ③ 표준운영절차, ④ 절차흐름도, ⑤ 관련 서식(입양승인요청서, 입양신청서, 입양계약서) 등 입니다. 본 가이드라인은 개, 특히 비글 종의 분양에 초점을 두었지만 기본 원칙은 대부분의 모든 동물 종에 적용이 될 수 있습니다. 이러한 절차에는 동물실험계획서 작성, 동물실험윤리위원회(IACUC) 승인, 수의사와의 상의 등이 포함됩니다.

     


    「동물보호법」 에 따라 동물을 해당 기관 밖으로 반출하기 위해서는 연구과제책임자가 작성한 동물실험계획에 대해 해당 기관의 IACUC에서 승인을 받아야 합니다.  즉, 해당 동물의 재사용, 분양, 기증, 양도 및 안락사 등 결과는 동물실험계획서에 기록되어야 하고 IACUC의 승인을 받아야 합니다. 따라서 실험에 사용한 마우스를 일반인에게 분양 또는 기증을 하고자 할 경우에는 IACUC 및 동물실험실 관리자와 상의하여 해당 기관의 규정과 절차를 따르시기 바랍니다. 관련 세부 기준에 관한 ‘실험견의 분양에 대한 가이드라인(농림축산검역본부, 2019년) ‘은 농림축산검역본부에서 운영하는 동물실험윤리위원회 운영시스템의 자료실에서 배포하고 있으니 참고하기기 바랍니다.
     

    • 의약품 평가 실험을 마우스를 이용해 진행 중입니다. 동물 혈액만 필요하고 조직은 필요가 없는 실험인데 꼭 안락사를 해야 할까요? 혹시 안락사를 안 하는 방법은 없나요?
    • 1. 실험견의 분양에 대한 가이드라인(농림축산검역본부, 2019년). 동물실험윤리위원회 운영시스템(https://www.animal.go.kr).
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  • 동물 실험에서 진통제를 사용하는 것은 고통을 줄이고 동물의 복지를 증진하기 위한 중요한 조치이자 연구자의 윤리적 책임이기도 합니다. 실험 동물의 통증을 관리하지 않으면 통증으로 인한 스트레스 및 불안이 증가할 수 있으며, 실험 동물의 생리학적 상태가 변하면 실험 결과에 영향을 미칠 수도 있습니다. 또한 진통제 사용은 실험 결과의 일관성과 신뢰성에도 중요한 영향을 미칠 수 있습니다. 실험 동물의 고통을 완화함으로써 실험 조건을 표준화하고 데이터의 일관성을 향상시킬 수 있습니다. 특히 실험 동물의 통증이 없거나 충분히 관리될 때 실험 결과가 더 예측 가능하고 재현성 있게 나타납니다. 그러나 진통제가 동물 실험 결과에 영향을 미칠 수 있는 경우도 있습니다. 

     


    - 실험 결과에 영향: 진통제를 투여하면 동물이 더 편안하고 덜 고통을 느낄 수 있으므로 실험 결과에 영향을 미칠 수 있습니다. 고통이 줄어들면 동물의 스트레스 수준이 낮아질 수 있고, 이는 실험 결과에 영향을 줄 수 있습니다.
    - 진통제 종류와 효과: 사용하는 진통제의 종류와 효과에 따라 실험 결과에 영향이 다를 수 있습니다. 어떤 진통제는 면역 시스템에 영향을 줄 수 있고, 어떤 진통제는 종양 실험 시 antitumoral effect를 줄 수 있습니다. (예: COX-2 억제제인 Celecoxib이 종양 억제 효과를 나타낼 수 있다고 보고됨)
    - 진통제 부작용: 일부 진통제는 부작용을 일으킬 수 있습니다. (예: 오피오이드 진통제는 호흡 억제, 복통 및 구토와 같은 부작용을 일으킨다고 보고됨) 
    - 실험 디자인과 분석: 진통제의 사용 여부와 실험 결과 간의 관계를 이해하기 위해 실험 디자인과 분석 방법을 신중하게 선택해야 합니다. 실험 결과를 해석할 때 진통제 사용 여부를 고려하고 통계 분석에서 고려해야 할 수 있습니다.

     


    따라서 진통제의 사용은 동물 복지를 개선하고 고통을 줄이는 중요한 요소이지만, 실험 결과에 영향을 미칠 수 있으므로 신중하게 고려하고 실험 계획서에 명확하게 기록하는 것이 중요합니다. 실험을 시작하기 전에 해당 분야의 전문가와 협의하여 실험의 목적과 동물 모델에 따라 적절한 진통제를 선택하고, 동물 복지를 고려하여 실험을 신중하게 설계하고 진행해야 합니다.

    • 고통등급 D에 해당 되는 마우스 종양모델 실험을 하는데 진통제 때문에 동물실험 결과에 이상이 있을까 걱정이 됩니다
    • 1. Jirkof P. Side effects of pain and analgesia in animal experimentation. Lab Anim (NY). 2017;46(4):123-128.
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  • 누드 마우스는 일반적으로 털이 없는 것으로 알려져 있지만 실제로는 기능은 있지만 결함이 있는 털 성장 모낭을 가진 상태로 태어납니다. 이런 이유로 누드 마우스는 '누드'라는 이름이 붙게 되었습니다. 누드 마우스의 털 성장 주기와 패턴은 명확하게 나타나지만 모낭의 결함으로 인해 털이 제대로 발달하지 않습니다. 이러한 이유로 누드마우스는 털이 없어 보이지만 털 성장과 관련된 결함을 가지고 있습니다.

     

    누드 마우스는 주로 면역결핍 상태를 가지고 있으며 흉선이 없어 T-세포가 결핍된 상태입니다. 따라서 다른 종양 또는 조직의 이식 실험을 수행하기에 적합한 모델로 사용됩니다. 면역결핍으로 인해 누드마우스는 외부 조직 및 종양을 받아들일 수 있으며, 이러한 특성은 종양 연구 및 실험에 유용하게 활용됩니다.

     

    그러나 가끔 누드 마우스 중에는 털이 나타나는 경우가 있을 수 있습니다. 이는 누드 마우스의 유전적 다양성으로 인해 발생하는 현상 중 하나입니다. 실험용 누드 마우스 중에는 털이 나타나는 경우도 있을 수 있지만 이러한 누드 마우스 역시 흉선이 없어 T-세포가 결핍된 상태를 유지하므로 여전히 면역결핍 마우스로 사용될 수 있습니다. 따라서 실험을 진행할 때 털이 나타나는 누드 마우스를 사용해도 무방합니다. 그러나 실험 결과에 털의 존재가 영향을 미칠 수 있는 경우에는 주의해야 합니다. 실험의 목적과 털의 존재 여부가 결과에 미치는 영향을 고려하여 적절한 실험 계획을 세우는 것이 중요합니다. 

    • Xenograft 실험을 위해 BALB/c 누드 마우스, 5주령 수컷을 구입을 했는데 마우스 얼굴에 긴 털이 있습니다. 털이 있어도 면역결핍 마우스 일까요?
    • 1. Köpf-Maier P, Mboneko VF, Merker HJ. Nude mice are not hairless. A morphological study. Acta Anat (Basel). 1990;139(2):178-190.
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  • 누드 마우스는 면역부전 상태이므로 사람 유래의 종양세포를 이식하여 Xenograft Model을 만드는 데 사용할 수 있습니다. 특히 누드 마우스는 인간 고형암(Solid Tumor)의 연속적인 이식(Serial Transplantation)에 유용한 모델로 알려져 있으며 특히 BALB/c-nu 누드 마우스는 다른 누드 마우스에 비해 종양 이식이 잘 되는 것으로 알려져 있습니다.

     

    그러나 누드마우스를 이용한 종양 이식에는 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 누드 마우스는 T 세포가 결핍되어 있어 악성종양세포의 이식에 주로 사용되지만 백혈병 또는 림프종과 같은 혈액암의 이식에는 적합하지 않을 수 있습니다. 또한 누드 마우스는 B 세포와 선천적인 면역세포를 가지고 있어 인간 정상세포의 이식을 허용하지 않는 경향이 있으며, 종양 조각의 이식이나 자라는 속도가 느린 원발성 종양세포의 이식에도 적당하지 않을 수 있습니다. 


    면역결핍 마우스 중에서 가장 많이 사용되는 누드 마우스는 T세포만, SCID 마우스는 T세포와 B세포가 기능적으로 결핍되어 있으며 그 외 NOD/SCID 마우스, NOG 마우스, NSG 마우스 등이 있습니다. 면역 결핍의 정도가 심한 마우스를 사용할 수록 종양 발생의 확률이 증가하고 종양의 성장 속도가 빨리질 가능성이 있으므로 연구 목표와 종양 특성을 고려하여 면역결핍 마우스를 선택해야 합니다. 

     

    Mouse Xenograft Model 제작 시에는 마우스 종 선택 외에도 종양 세포주의 종류, 종양 세포의 특성, 이식 위치 등에 따라 종양 이식의 결과가 다를 수 있습니다. 때로는 암이 자라지 않거나 성장이 둔화되는 경우도 있을 수 있습니다. 이러한 결과는 다양한 요인에 영향을 받을 수 있으며, 실험 조건을 최적화하고 다양한 실험 변수를 고려하여 종양 모델을 성공적으로 개발하는 것이 중요합니다. 
     

    • 5주령 Nude Mouse 피하에 사람유래 간암세포를 이식하려고 합니다. Nude Mouse가 면역부전 동물이고 종양모델에 사용된다고 해서 사용하려고 하는데 종양 이식이 안되는 경우도 있나요?
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  • 작은 새끼 마우스, 일반적으로 "Runt"라고 불리는 크기가 매우 작고 발육이 미흡한 작은 새끼들은 일반적으로 유전적 이상 또는 경쟁력 부족을 나타냅니다. 이는 새끼 쥐들 간의 경쟁에서 이기지 못하거나 유전적인 이유로 발육이 뒤처지는 경우가 있습니다. 


    먼저, 작은 새끼의 건강 상태와 치아에 이상(부정교합 등)이 있는지 확인합니다. 이 새끼가 유전적 이상 또는 경쟁력 부족으로 인한 것인지 확인하는 것이 중요합니다. 치아에 이상이 없고 정상인데 발육이 미흡한 경우, 케이지 바닥에 유동식(Softened Food), Hydrogel Packs 또는 기타 시중에서 판매되는 Gel Diets를 제공하는 것이 도움이 될 수 있습니다.

     

    이러한 지원을 통해 작은 새끼들은 정상적인 새끼 쥐와 비슷한 크기로 성장할 수 있습니다. 그러나 어미 쥐가 연이어서 작은 새끼 쥐를 낳는 경우, 번식에서 어미 쥐를 제외시키는 것을 권장합니다. 작은 새끼 쥐의 경우, 적절한 관리와 영양 공급이 중요합니다. 만약 이러한 조치를 취해도 개선되지 않는다면 수의사와 상담하여 추가적인 조치나 수의학적 지원을 고려해야 합니다.

    • 동물실 관리자가 마우스 새끼들 중 한마리가
    • 1. Burkholder T, Foltz C, Karlsson E, Linton CG, Smith JM. Health Evaluation of Experimental Laboratory Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 2012;2:145-165.
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  • 감염증상이 동반되지 않은 상태에서 한쪽 신장만의 비정상적인 커짐은 주로 감염병의 직접적인 결과로 나타나지 않을 가능성이 큽니다.  대신, 다른 원인(예: 선천적 진행성 수신증 또는 획득성 수신증)이 더 가능성이 큽니다. 

     

    특히 C57BL/6J 마우스에서의 선천성 진행성 수신증(Congenital Progressive Hydronephrosis)은 비교적 흔한 유전적 변이입니다. 이 변이는 C57BL/6J strain에 대해 잘 알려져 있으며, 신장의 비정상적인 발달로 인해 수신증이 발생하며 진행할 수 있습니다. 

     

    이러한 유전적 변이는 유전자 돌연변이로 인해 발생하며, 특정 유전자 변이를 가진 C57BL/6J 마우스에서 주로 관찰됩니다. 하지만 신장 비대증은 다양한 원인으로 인해 발생할 수 있으며, 정확한 원인을 파악하려면 병리학적 분석과 추가적인 진단이 필요합니다. 

     

     

    * 마우스에서의 수신증 (Hydronephrosis)

     

    수신증은 신장의 비정상적인 확장 및 신장 기능 저하를 특징으로 하는 상태로 다양한 이유로 발생할 수 있으며, 모든 연령의 마우스에 영향을 줄 수 있습니다. 수신증은 일반적으로 선천적과 획득성 형태로 구분됩니다.
    선천적 수신증(Congenital Hydronephrosis)은 일반적으로 출생 시부터 가지고 있는 신장 이상으로, 주로 한쪽 신장의 비정상적인 확장을 특징으로 합니다. 이는 해당 신장의 기능 저하와 비정상적인 소변 배출을 초래할 수 있으며 실제로 증상을 동반하지 않을 수 있습니다.

     

    즉, 마우스는 비교적 건강하게 보일 수 있으며 확장된 신장은 부검 등으로 발견될 수 있습니다. 경우에 따라 특정 유전자 돌연변이가 특정 마우스 종(예: C57BL/6 마우스)에서 선천적 수신증을 일으킬 수 있습니다.

     

    1970년대 Jackson Laboratory에서 자연발생적 상염색체열성형질(Autosomal Recessive Trait)인 C57BL/6J 마우스의 선천성 진행성 수신증(Congenital Progressive Hydronephrosis, cph)가 발견되었으며, 이 형질을 이용한 돌연변이 hydronephrosis inbred mice 뿐만 아니라 ICR 등 다른 계통에서도 research 용으로 생산되고 있습니다.


    반면 획득성 수신증(Acquired Hydronephrosis)은 출생 시 정상이었던 신장이 후에 다양한 기저 원인(예: 감염, 종양, 요로 계의 막힘 등)으로 인해 비정상적으로 커지거나 기능이 저하되는 상태를 나타냅니다. 이로 인해 비정상적인 소변 배출, 흡수 또는 흐름 문제가 발생할 수 있으며, 증상은 기본 원인에 따라 다를 수 있습니다. 획득성 수족마비증은 일반적으로 마우스의 노화 과정에서 발생하는 경우가 많으며, 다양한 마우스 종 및 연령 그룹의 마우스에 영향을 미칠 수 있으므로 노화 및 연구 동물의 신장 건강을 모니터링할 때 고려해야 하는 요소 중 하나입니다. 
     

    • 마우스를 부검하는데 오른쪽과 왼쪽 신장 크기가 다른 동물이 가끔 나옵니다. 무슨 문제가 있는 것일까요?
    • 1. Horton CE Jr, Davisson MT, Jacobs JB, Bernstein GT, Retik AB, Mandell J. Congenital progressive hydronephrosis in mice: a new recessive mutation. J Urol. 1988;140(5 Pt 2):1310-1315.
      2. Springer DA, Allen M, Hoffman V, et al. Investigation and identification of etiologies involved in the development of acquired hydronephrosis in aged laboratory mice with the use of high-frequency ultrasound imaging. Pathobiol Aging Age Relat Dis. 2014;4.
       
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    • 제브라피쉬의 평형감각(Balance)은 어떻게 알 수 있을까요?
    • 1. Oteiza P, Odstrcil I, Lauder G, Portugues R, Engert F. A novel mechanism for mechanosensory-based rheotaxis in larval zebrafish [published correction appears in Nature. 2017 Sep 13;549(7671):292]. Nature. 2017;547(7664):445-448.
    • 2. Niihori M, Platto T, Igarashi S, et al. Zebrafish swimming behavior as a biomarker for ototoxicity-induced hair cell damage: a high-throughput drug development platform targeting hearing loss. Transl Res. 2015;166(5):440-450.
    • 3. Sun P, Zhang Y, Zhao F, et al. An Assay for Systematically Quantifying the Vestibulo-Ocular Reflex to Assess Vestibular Function in Zebrafish Larvae. Front Cell Neurosci. 2018;12:257.
    • 4. Scheetz SD, Shao E, Zhou Y, Cario CL, Bai Q, Burton EA. An open-source method to analyze optokinetic reflex responses in larval zebrafish. J Neurosci Methods. 2018;293:329-337.
    • 5. Suli A, Watson GM, Rubel EW, Raible DW. Rheotaxis in larval zebrafish is mediated by lateral line mechanosensory hair cells. PLoS One. 2012;7(2):e29727.
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    • 제브라피쉬의 소리에 대한 반응은 어떻게 알 수 있을까요?
    • 제브라피쉬의 청력(Hearing)을 어떻게 측정할까요?
    • 1. Bhandiwad AA, Zeddies DG, Raible DW, Rubel EW, Sisneros JA. Auditory sensitivity of larval zebrafish (Danio rerio) measured using a behavioral prepulse inhibition assay. J Exp Biol. 2013;216(Pt 18):3504-3513. 
    • 2. Lu Z, DeSmidt AA. Early development of hearing in zebrafish. J Assoc Res Otolaryngol. 2013;14(4):509-521.
    • 3. Yao Q, DeSmidt AA, Tekin M, Liu X, Lu Z. Hearing Assessment in Zebrafish During the First Week Postfertilization. Zebrafish. 2016;13(2):79-86. 
    • 4. Higgs DM, Rollo AK, Souza MJ, Popper AN. Development of form and function in peripheral auditory structures of the zebrafish (Danio rerio). J Acoust Soc Am. 2003;113(2):1145-1154. 
    • 5. Zeddies DG, Fay RR. Development of the acoustically evoked behavioral response in zebrafish to pure tones. J Exp Biol. 2005;208(Pt 7):1363-1372. 
    • 6. Wang J, Song Q, Yu D, et al. Ontogenetic development of the auditory sensory organ in zebrafish (Danio rerio): changes in hearing sensitivity and related morphology. Sci Rep. 2015;5:15943.
    • 7. Han E, Lee DH, Park S, et al. Noise-induced hearing loss in zebrafish model: Characterization of tonotopy and sex-based differences. Hear Res. 2022;418:108485. 
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