지식 FAQ

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  • 제브라피쉬 알은 생쥐 난자에 비해 직경이 20배 이상 큽니다 (평균 0.7 mm 정도입니다). 따라서 미세조작 연구에 매우 유용합니다. 숙련된 연구자의 경우 1시간 내에 수백개에 달하는 제브라피쉬 알에 다양한 유전물질 혹은 화학물질을 미세주입 할 수 있습니다. 1 μІ의 용액이면 200~400개의 알에 미세주입을 할 수 있습니다. 이것보다 많은 양은 부작용이 증가할 수 있어 권장되지 않습니다.


    미세조작을 위한 도구는 대부분 고가입니다. 해부현미경, injector, micromanipulator 등이 필요합니다. 기타 인젝션 실험에 도움이 되는 도구는 인젝션용 거푸집이 있는데  이것은 지노믹디자인(http://zebrafish.co.kr/)에서 구매가 가능합니다. 인젝션 거푸집을 이용해서 인젝션 트레이를 만들어 사용하면 실험이 매우 간편해 집니다.

     

     

    1) 아래와 같이 거푸집 홈이 아래에 위치하도록 2% agarose(제브라피쉬 배양액 1L + 1% Methylene Blue 2ml)에 둥둥 띄웁니다. 이때 2% agarose는 충분히 식혀준 상태에서 인젝션 거푸집 올려놔야 합니다. 거푸집이 플라스틱 재질이기 때문에 너무 뜨거운 agarose 위에 올려놓게 되면 활처럼 휘어버릴 수 있습니다.

     


    2) 거푸집을 조심스럽게 제거합니다.
    3) Agarose tray에 인젝션 거푸집 모양의 홈이 생겨나게 됩니다. 이 홈에 제브라피쉬 알을 올려놓고 인젝션 실험을 수행합니다. 보통 하나의 열에 50개 이상의 알을 올려놓을 수 있습니다. 인젝션용 주사기는 아래 그림처럼 위치해야 합니다.

     


    4) 인젝션이 끝나면 methylene blue가 첨가된 배양액을 agarose tray에 충분히 부어줍니다. 이렇게 1년 이상 agarose 트레이를 4°C에서 보관할 수 있습니다. Methylene blue는 곰팡이와 같은 미생물이 자라는 것을 방지해 줍니다. 

     

    실험은 아래 그림의 화살표 방향을 따라 진행하시기 바랍니다. Agarose를 methylene blue가 함유된 배양액에 녹인 후 충분히 식혀준 다음 1회용 플라스틱 페트리디쉬 위에 부어줍니다. 그 후 인젝션 거푸집을 올려놓고 완전히 굳으면 거푸집을 제거합니다. 

     

     


     

    • 미세주입 실험을 용이하게 할 수 있을까요?
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  • 제브라피쉬는 조직 재생연구에 매우 유용한 개체입니다. 현재 광범위하게 연구되고 있는 조직은 간, 심장, 꼬리지느러미 등이 있습니다.

     

    간 재생 연구의 대표적인 방법은 다음과 같습니다. 우선 박테리아 유전자인 nitroreductase를 간에 특이적으로 발현시키고 nitroreductase의 기질인 metronidazole(MTZ)를 제브라피쉬 배양액에 넣어줍니다. Nitroreductase는 MTZ가 존재하는 상황에서만 강한 독성을 나타내게 됩니다 (MTZ는 현재 박테리아에 감염된 환자 치료용으로도 사용 중에 있습니다). 따라서 nitroreductase가 발현된 간세포만 MTZ 존재 하에서 세포사멸을 겪게 되는 것입니다. 이런 방법으로 간조직을 제거하는 방법을 조직 제거(ablation)이라고 합니다. 이렇게 제거된 간은 MTZ가 없는 배양액에서 제브라피쉬를 다시 키우게 되면 간 조직이 서서히 회복됩니다. 이때 다양한 약물 혹은 유전자발현 조절을 통해 간 재생에 관여하는 유전자의 기능과 약물의 효험성을 검사하는 것이 가능합니다.
     

    다른 재생조직으로 가장 많이 활용되고 있는 부위는 바로 꼬리 지느러미 입니다. 꼬리 지느러미를 이용한 조직재생 연구방법은 다음과 같습니다 (그림 1.).

     

    1) 성체의 꼬리 지느러미를 분홍색 방향으로 잘라줍니다 (보통 가위를 사용합니다).

    2) 잘려진 꼬리 지느러미 부위에서는 상처회복 과정(wound healing)이 일어나고 그 후 조직재생이 시작됩니다.

    3) 조직재생은 blastema 라는 줄기세포를 통해 이루어지는데 이 세포는 상처가 난 곳에서 계속 분열하여 쌓이게 됩니다. 이 세포는 줄기세포이기 때문에 아직 미분화세포에 가깝습니다.

    4) 이렇게 쌓인 blastema는 분화하며 잘려나간 조직을 대신하게 됩니다. 약 일주일이 지나면 꼬리 지느러미는 거의 완벽하게 회복됩니다.   

     

    심장도 재생연구에 사용될 수 있습니다. 비슷한 방법으로 심장에 상처를 주고 재생연구를 수행하게 됩니다.
     

     

     

    그림 1. 제브라피쉬 꼬리 지느러미 재생 단계

    * 그림출처: Sehring IM, Weidinger G. Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 2020;9(1):e367.

    • 제브라피쉬에서 재생되는 조직은 무엇이 있나요?
    • 1. Wang S, Miller SR, Ober EA, Sadler KC. Making It New Again: Insight Into Liver Development, Regeneration, and Disease From Zebrafish Research. Curr Top Dev Biol. 2017;124:161-195.
      2. Sehring IM, Weidinger G. Recent advancements in understanding fin regeneration in zebrafish. Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 2020;9(1):e367.
      3. Ross Stewart KM, Walker SL, Baker AH, Riley PR, Brittan M. Hooked on heart regeneration: the zebrafish guide to recovery. Cardiovasc Res. 2022;118(7):1667-1679.
       
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  • 대단위 제브라피쉬 사육을 위해서는 물순환 시스템을 갖춘 아파트형 사육시설이 가장 보편적으로 사용되고 있습니다. 현재 다양한 제품을 국내외 회사에서 판매하고 있습니다. 물론 국산제품이 저렴하며 제품의 품질도 크게 떨어지지 않습니다.

    제브라피쉬 사육시설을 제작 및 판매하는 국내 기업은 아래와 같습니다.


      1) 에스앤에프 (S&F, http://companysnf.com/index.php): 국내에서 가장 먼저 제브라피쉬 사육시설을 제작 판매하던 곳입니다. 지노믹디자인에서 에스앤에프(S&F)로 이전되었습니다.
      2) 우정 E&C (https://enc.woojungbsc.co.kr/bbs/bbs/board.php?bo_table=product&wr_id=34&sca=1010)
      3) ㈜21세기하이테크 (http://21cht.com/249)

     

     

    [국내 CRO]

     

    국내에서 제브라피쉬를 이용하여 임상시험을 대행해주고 있는 회사는 대표적으로 제핏(http://www.zefit.co.kr/)이 있습니다. 이 회사는 제브라피쉬를 시험동물로 이용해서 약물의 독성여부, 치료효과 등을 대행해주고 있습니다. 현재 제브파리쉬는 노바티스, 화이자등 글로벌 제약회사에서 초기 약물연구에 광범위하게 사용되고 있으며, 이들 회사는 생쥐를 이용했을 때 보다 연간 1억불 이상의 R&D 비용을 절감할 수 있었다고 합니다.

     

    제브라피쉬를 전문영역으로 실험대행 서비스를 수행중인 회사로는 대표적으로 지노믹디자인(http://zebrafish.co.kr/)이 있습니다. 형질전환 개체 제작 서비스, CRISPR/Cas9을 이용한 Knock-out 서비스 등을 받을 수 있습니다.
     

    • 국내에 제브라피쉬를 이용한 임상시험 대행기관(CRO)이 있나요?
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  • 제브라피쉬가 얼마나 빨리 자라는지 그 속도를 사람이 자라는 속도와 비교해 보면 쉽게 이해될 것입니다. 수정 후 26시간 정도 지난 제브라피쉬는 3개월 된 태아와 매우 유사합니다. 우리 기관 중 가장 먼저 형성되고 활동을 하게 되는 것이 바로 심장입니다. 제브라피쉬의 경우도 심장이 가장 먼저 형성되고 일반적인 현미경 아래에서 심장박동을 수정 후 24 시간 이내에서 확인이 가능합니다. 발생과정이 빠르다는 것과 반투명하기 때문에 초기 발생과정에서 심장박동 뿐만 아니라 혈액의 흐름을 직접 눈으로 보고 확인할 수 있다는 것이 큰 장점입니다.


    제브리피쉬의 노화는 사람의 노화와 매우 유사합니다. 제브라피쉬도 늙게 되면 허리가 휘고 피부 비늘(scale)도 거칠어지게 됩니다.  활동성도 감소하고 시간이 지나면 자연사 과정을 거치게 됩니다. 실험실의 안정적인 조건하에서 제브라피쉬를 키우게 되면 30개월령 물고기의 경우 대부분 노화 표현형을 보여줍니다. 
     

    제브라피쉬 노화 모델로는 사람의 조로증을 모사하기 위해 비정상적인 Lamin A의 발현을 과량 유도한 개체가 있습니다. Lamin A는 세포막 구성에 매우 중요한 기능을 하는 단백질입니다. 이것이 비정상적인 형태로 발현되면 세포의 핵막이 쭈글쭈글해지며 급속히 노화됩니다. 아래 사진은 조로증 모델 제브라피쉬입니다. 정상적인 형태(WT)와는 다르게 조로증이 유발된 개체는 척추가 심하게 휘어져 있는 모양을 볼 수 있습니다.
     

     

    * 그림출처: Koshimizu E et al. PLoS One. 2011;6(3):e17688.

    • 제브라피쉬는 얼마나 빨리 자라나요? 관련해서 노화관련 모델동물이 있나요?
    • 1. Koshimizu E, Imamura S, Qi J, et al. Embryonic senescence and laminopathies in a progeroid zebrafish model. PLoS One. 2011;6(3):e17688.
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  • 형질전환이란 기존에 없던 형질을 가지게 되는 것입니다. 예를 들어 박테리아에 엠피실린 저항성 유전자를 도입하여 엠피실린이 존재하는 환경에서 살 수 있게 되었다면, 이 박테리아는 엠피실린 저항성을 가지게 된 것입니다. 이 때, 이 박테리아는 형질전환(transform) 되었다고 합니다.


    제브라피쉬의 경우도 마찬가지 입니다. 기존에 없던 형질을 받아들이게 된 제브라피쉬는 형질전환이 된 것입니다. 다만 제브라피쉬가 외부 유전자를 안정적으로 받아들이게 되었다면 이 개체는 교배를 통해 안정적으로 보유 및 유지할 수 있게 됩니다. 이렇게 만들어진 개체를 strain이라고 합니다. 이런 strain은 유전적으로 안정하기 때문에 이렇게 만들어진 개체를 형질전환 제브라피쉬라고 하는데 영어로는 transgenic zebrafish라고 부르게 됩니다. –genic이란 어미가 붙게 되는 이유는 후대에 유전적으로 전해질 수 있기 때문입니다. 
     

    아래 사진은 EGFP라는 형광단백질의 발현 조절이 가능한 형질전환된 제브라피쉬 개체입니다. 이 개체는 모든 신경에서 활성을 가지고 있는 elevl3 라는 유전자의 프로모터를 이용하여 EGFP를 발현시킨 것입니다. 따라서 초록색 형광이 모든 신경에서 발현하게 됩니다.
     

    * 그림출처: Hong J et al. Commun Biol. 2021;4(1):1405.

     

     

    • 제브라피쉬 성체에서 특정 유전자를 발현시킬 수 있는 방법이 있나요?
    • 1. Hong J, Lee JG, Sohn KC, et al. IQ-Switch is a QF-based innocuous, silencing-free, and inducible gene switch system in zebrafish. Commun Biol. 2021;4(1):1405.
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  • 제노프스에서 transplantation 실험은 eyebrow knife를 사용하여 진행합니다. 연구를 진행하기 위한 특정 세포를 eyebrow knife를 사용하여 잘라낸 후 다른 개체에 이식하는 방법으로 진행됩니다.

     

    주로 lineage tracing을 위해 수행하게 되는데 GFP와 같은 tracer를 발현한 개체에서 확인하고자 하는 세포를 잘라낸 후 tracer가 없는 개체에 이식하여 조직이 어떤 식으로 발생하고 어떤 방향으로 세포들이 이동하여 조직을 형성하는지 확인 가능합니다.


     

    * 그림출처: Tanaka EM et al. Dev Cell. 2011;21(1):172-185.

     

    이런 transplantation을 사용한 실험을 사용하여 발생학 연구 시 중요한 fate map을 알아낼 수 있었습니다. 더불어 transplantation을 사용한 연구 중 발생과정에 중요한 역할을 하는 organizer들을 알아낸 실험도 존재합니다. 대표적으로 dorsal lip of blastopore를 다른 개체에 이식하여 2개의 머리를 만드는 실험으로 실험 방법은 동일하게 한 개체에서 dorsal lip of blastopore 부분만 다른 개체로 옮겨서 확인할 수 있습니다.

     

     


    * 그림출처: Rivera AS. University of the Pacific. https://scholarlycommons.pacific.edu/open-images/16/

    • 제노프스에서 Transplantation 실험은 왜 수행하나요?
    • 조직 발생 Lineage를 확인하고 싶습니다. 어떤 실험을 수행해야 하나요?
    • 1. Tanaka EM, Reddien PW. The cellular basis for animal regeneration. Dev Cell. 2011;21(1):172-185.
    • 2. De Robertis EM, Gurdon JB. A Brief History of Xenopus in Biology. Cold Spring Harb Protoc. 2021;2021(12):10.1101/pdb.top107615.
    • 3. Rivera AS. The Dorsal Lip of the Blastopore Is an Organizer. University of the Pacific. https://scholarlycommons.pacific.edu/open-images/16/
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  • 제노프스의 배아를 통해 행동분석 또한 가능합니다. 제노프스의 배아를 사용한 행동분석은 제노프스 배아의 swimming을 분석하여 진행합니다. 마우스를 사용한 open field 분석과 동일하게 배아의 swimming 속도, 방향 등을 측정하여 행동분석이 가능합니다. 또한 시각정보를 통한 행동분석도 가능한데 이 경우에는 배아가 헤엄치는 부분에 색상의 차이를 두어 배아가 어느 쪽의 색을 더 선호하는지 측정하는 방식으로 진행됩니다.
     

     

    * 그림출처: Udoh UG et al. STAR Protoc. 2023;4(3):102422.

     

     

    이런 배아의 시각정보를 사용하여 행동학습 연구도 가능합니다. 이 경우에도 동일하게 색상을 이용하여 진행하게 되는데 특정 색상위를 헤엄치게 되면 전기충격을 가하는 방식의 학습을 진행하여 행동분석을 수행합니다.

     


     

    * 그림출처:  Blackiston DJ et al. Cold Spring Harb Protoc. 2012;2012(5):10.1101/pdb.top068338 pdb.top068338.

    • 제노프스에서는 뇌의 기능분석은 불가능한가요?
    • 제노프스에서 행동학습이 가능한가요?
    • 1. Arseny SK, Virgilio L, III, Carlos A. Behavioral assays to study neural development in Xenopus laevis tadpoles. bioRxiv. 2020:2020.2008.2021.261669.
      2. Blackiston DJ, Levin M. Aversive training methods in Xenopus laevis: general principles. Cold Spring Harb Protoc. 2012;2012(5):10.1101/pdb.top068338 pdb.top068338.
      3. Udoh UG, Zheng K, Pratt KG. Protocol for measuring visual preferences of freely swimming Xenopus laevis tadpoles. STAR Protoc. 2023;4(3):102422.
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  • 제노프스 배아는 난황(Yolk)을 포함하고 있어 형광 이미징을 진행 시 어려움이 존재할 수 있습니다. 특히 표피가 아닌 deep tissue 이미징을 진행할 시 난황과 더불어 배아 표피에 존재하는 pigment 또한 문제가 될 수 있습니다. 이를 방지하기 위하여 두가지의 방법을 사용해 이미징 퀄리티를 증가시킬 수 있습니다.

     

    - Bleaching : 과산화수소를 사용하여 표피에 존재하는 pigment를 제거시켜주는 방법

    - Clearing : 조직을 투명하게 만들어주는 기법으로 형광 이미징 진행을 원활하게 도와주는 방법

     

    Clearing 기법은 여러 물질을 사용하여 진행할 수 있습니다. 가장 간단한 방법으로는 BA:BB solution을 사용하여 탈수시킨 조직을 투명화시키는 방법이 존재하지만 이는 탈수로 인한 조직의 변형이 일어날 수 있기 때문에 최근 여러 회사에서 개발되고 있는 clearing solution을 사용하여 진행 가능합니다.
     

    • 제노프스 배아 표피의 Pigment와 Yolk 때문에 보고싶은 조직의 이미징이 힘듭니다. 어떤 방법을 사용해야 하나요?
    • 조직 Clearing이란 무엇인가요?
    • 1. Lee E, Kim HJ, Sun W. See-Through Technology for Biological Tissue: 3-Dimensional Visualization of Macromolecules. Int Neurourol J. 2016;20(Suppl 1):S15-S22.
      2. Zhao J, Lai HM, Qi Y, He D, Sun H. Current Status of Tissue Clearing and the Path Forward in Neuroscience. ACS Chem Neurosci. 2021;12(1):5-29.
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  • 제노프스에서 regeneration을 연구할 수 있는 방법으로는 제노프스 배아의 꼬리를 잘라 재생하는 것을 연구하는 방법이 사용됩니다. 제노프스의 꼬리에는 굉장히 많은 종류의 조직이 존재하고 있기 때문에 다양한 조직의 재생기전과 재생과정에서 조직간 일어나는 커뮤니케이션을 연구하기 굉장히 좋은 모델입니다. 실험은 특정 발생단계의 제노프스 배아 꼬리를 자른 후 재생되는 것을 확인하는 간단한 방법으로 이루어집니다.
     

     

    * 그림출처: Love NR et al. BMC Dev Biol. 2011;11:70.

    • 제노프스를 사용한 Tail Regeneration 실험은 무엇인가요?
    • 제노프스를 활용한 Tail Regeneration 실험의 장점은 무엇인가요?
    • 1. Love NR, Chen Y, Bonev B, et al. Genome-wide analysis of gene expression during Xenopus tropicalis tadpole tail regeneration. BMC Dev Biol. 2011;11:70.
      2. Mochii M, Taniguchi Y, Shikata I. Tail regeneration in the Xenopus tadpole. Dev Growth Differ. 2007;49(2):155-161.
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  • 제노프스에서도 충분히 마우스와 비슷한 conditional knock-out을 수행할 수 있습니다. 이는 제노프스의 fate map을 확인한 후 이에 해당하는 세포에 유전자 조작을 수행하는 방법으로 진행됩니다. 제노프스를 연구하는 연구자들의 커뮤니티인 Xenbase에서 제노프스의 발생에 따른 fate map을 확인할 수 있습니다.
     

    * 그림출처: Xenbase. https://www.xenbase.org/xenbase/static/anatomy/xenbasefate.jsp

     

    또한 Photocaged Morpholino Oligomers를 사용하면 UV light를 사용하여 특정 시기에만 유전자 발현을 조절할 수 있습니다.

     

    * 그림출처: Deiters A et al. J Am Chem Soc. 2010;132(44):15644-15650.

    • 제노프스에서 특정 조직만 유전자 발현을 조절하고 싶습니다. 이런 경우 어떻게 실험을 진행하여야 하나요?
    • 특정 시기에만 유전자 발현을 조절할 수 있나요?
    • 1. DeLay BD, Corkins ME, Hanania HL, et al. Tissue-Specific Gene Inactivation in Xenopus laevis: Knockout of lhx1 in the Kidney with CRISPR/Cas9. Genetics. 2018;208(2):673-686.
      2. Deiters A, Garner RA, Lusic H, et al. Photocaged morpholino oligomers for the light-regulation of gene function in zebrafish and Xenopus embryos. J Am Chem Soc. 2010;132(44):15644-15650.
      3. Xenbase. Fate Maps: Reverse. https://www.xenbase.org/xenbase/static/anatomy/xenbasefate.jsp
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