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지식 FAQ

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  • 마우스 경구투여 기준 지용성 물질은 최대 10ml/kg, 수용성일 경우 최대 20ml/kg까지 투여가 가능하며, 이외의 투여 경로에 따른 용량은 아래 표를 참고하시기 바랍니다. 

     (예: 체중 20g 마우스에서 지용성물질을 경구 투여할 경우 존대를 이용하여 최대 0.2ml까지 투여 가능)

     

     

       * 근육 주사는 투여용량 (볼륨) 기준 (ml/투여부위)이며, 하루 2군데 이상 주사하는 것은 권장되지 않음. 

       ** 정맥 투여 시 

         - 마우스: 급속 투여 0.1ml/1분 이내, 저속 투여 0.5ml/5분 이내

         - 랫   드: 급속 투여 1ml/1분 이내, 저속 투여 2ml까지 투여 가능

      ※ 면역, 염증 반응 평가를 위한 피내 (ID) 투여는 0.05 ~ 0.1ml까지 투여 가능

     

    [Feeding Needle의 특징]

    일반적으로 feeding needl의 끝부분은 round tip으로 되어 바늘을 투입시 주변조직이 상하지 않도록 방지함.

    바늘이 구부러진 curved 형태 혹은 직선으로 뻗은 straight 형태가 있으며, 각 실험자의 편의에 맞추어 구매를 진행함.

    일반적으로 stainless 재질은 반 영구적으로 재사용이 가능함. 

    반면 일회용으로 사용되는 needl의 경우 테프론 재질 위주로 되어 있음.

     

     

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    • 마우스 정맥으로 투여 가능한 최대 용량은 얼마인가요?
    • 설치류에서 근육, 경구, 복강 , 피하 투여 방법에 따른 투여용량 (볼륨)이 궁금합니다
    • 1. Fox J. Laboratory Animal Medicine. 3rd ed. Academic Press; 2015.
    • 2. Diehl KH, Hull R, Morton D, et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 2001;21(1):15-23. 
    • 3. 한국실험동물학회 인증위원회. 동물실험길잡이. OKVET; 2017.
    • 4. IQ 3Rs Leadership Group. Recommended dose volumes for common laboratory animal.
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  • 마우스에서 개체 식별방법으로는 간단하고 쉽게 적용할 수 있는 유색법(마커, 타투)과 ear punch법이 있음. 

     

     

     

     

     

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    • 실험동물의 개체 식별 방법을 알려주세요
    • 마우스에서 개체 식별을 위한 Ear punch, Tattoo (문신), toe clip 방법 등은 어떻게 적용 가능한가요?
    • 마우스 넘버링 방법을 알려주세요
    • 1. Anderson L, Otto G, Pritchett-Corning K, Whary M. Techniques of Experimentation. In: Fox J. Laboratory Animal Medicine. 3rd ed. Academic Press; 2015.
       
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  • 출산이 임박한 마우스는 사육 케이 내 환경 개선 (예, 과밀사육 방지, Enrichments 제공, 케이지 관리 등)으로 출산 직후에 산자를 잡아 먹는 식살현상 (Cannibalism)을 예방할 수 있음. 

     

    1. 임신한 암컷은 하나의 케이지에 단독 사육하여 과밀 사육되지 않도록 관리.

       - 번식을 위하여 수컷과 암컷을 1:1 또는 1:2 비율로 합사하더라도 합사 후 교배가 확인(질전, vaginal plug)된 암컷은 반드시 개별 케이지에 분리사육할 것을 권장.

       - 임신 후 수컷을 분리하지 않아서 새끼를 포유 중인 암컷과 수컷이 함께 있을 경우, 분만후발정이 유도되기 때문에 동물복지 차원에서 수컷은 암컷(임신이 확인되거나 어린 새끼를 포유하고 있는 암컷)과 분리하는 것을 권장함. 

       - 하나의 케이지 내 새끼를 포유 중인 모체가 2마리 이상 사육 중일 경우 공동으로 산자를 보살필 수 있다는 장점은 있지만 산자가 섞일수도 있음. 출산일의 차이로 인하여 산자 나이에 차이가 있을 경우 어린 새끼의 사망률이 증가하는 것으로 알려져 있어 권장하지 않음. 
     

    2. 출산일이 다가오면 케이지 내 환경풍부화 도구(enrichments) 제공 (예, 마우스 하우스, 터널, 네스팅 등)

     

    3. 출산 직후 모체는 외부의 자극(예, 냄새)에 민감하기 때문에 출산 직후 케이지를 자주 오픈하지 말고 최대 7일 간은 새 깔짚으로 교체하지 않는 것이 좋음. 

     

    ※ 마우스 번식 요령 

     - 마우스의 성 성숙은 수컷이 대략 60일 (8주령), 암컷은 50일 (7주령) 전후로 완료되는 것으로 알려져 있으므로, 번식은 최소 7주령 이후의 동물을 사용하는 것을 권장.

     - 마우스는 4~5일 주기로 배란이 일어나며, 성호르몬 (에스트로겐) 분비가 배란일 전날 저녁부터 다음날 오전까지가 최고치에 도달하므로, 늦은 오후 (저녁 6시쯤)  수컷과 합사하면 번식 성공률이 높아짐. 

    - 마우스 임신기간: 19 ~ 21일   

     

    [마우스 Enrichment 종류]

     

     

    *그림출처: https://www.bio-serv.com/rodent_enrichment.html

     

     

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    • 어미 마우스가 새끼를 자꾸 잡아 먹어요
    • 마우스 번식 케이지 관리는 어떻게 하나요?
    • 1. Fish R, Brown JM, Danneman PJ, Karas A, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2nd ed. San Diego: Academic Press; 2008.
    • 2. 한국실험동물학회인증위원회. 실험동물길라잡이. OKVET; 2015.
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  • [마우스와 랫드의 권장 금식 시간]

     

    실험의 종류에 따라 금식 시간은 최소 6시간 이내-최대 18시간까지 상이함.   
     

     

    [고려사항]

    1. 마우스, 랫드의 습성을 고려한 금식 계획 (금식 시작과 종료 시점) 수립으로 금식 효과를 높일 수 있음. 

       - 야행성: 하루 사료섭취량의 2/3 정도를 야간에 섭취하며, 특히 오전 중에는 사료 섭취량이 낮으므로 금식을 언제 시작하느냐에 따라 금식 효과가 달라짐. 

       - 식분증: 정상 행동습성으로 자신의 분변을 섭취하고, 깔짚의 주요 성분이 나무 (또는 옥수수)이므로 금식 기간 동안에는 절식망 등을 이용하여 케이지 내 분변이나 깔짚을 섭취하지 못하도록 동물을 분리하는 것도 고려할 수 있음. 

       - 금식 기간 동안 일반적으로 음수는 공급해야 함. 

     

    2. 동물복지 차원에서 정상 체중의 20% 이상 감소를 유발하는 금식은 권장되지 않음 (단, 실험목적 상 불가피할 경우 기관 내 동물실험윤리위원회로부터 사전 검토 및 승인 받은 실험에 한하여 허용 가능). 

       - 허용 가능 최대 금식 시간: 마우스(최대 18시간 이내), 랫드(최대 24시간 이내)

     

    3. 마우스, 랫드는 구토를 하지 않기 때문에 마취 전 금식이 필수 사항은 아니지만, 소화기계 관련 수술 전에는 금식을 고려할 수 있음.

     

     

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    • 부검 또는 혈액검사 전 마우스 금식은 얼마나 시켜야 할까요?
    • 혈당 측정 전 금식은 어느정도 시켜야 할까요?
    • 부검 전 마우스를 금식 시키는 이유는 무엇인가요?
    • 혈당 측정 전 금식은 어느정도 시켜야 할까요?
    • 1. Jensen TL, Kiersgaard MK, Sørensen DB, Mikkelsen LF. Fasting of mice: a review. Lab Anim. 2013;47(4):225-240. 
    • 2. Nowland MH, Hugunin KM, Rogers KL. Effects of short-term fasting in male Sprague-Dawley rats. Comp Med. 2011;61(2):138-144.
    • 3. The Jackson Laboratory Blog (September 22, 2019)
    • 4. 식약처, 식품 등의 독성시험법 가이드라인 (2020.11)
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  • 토끼 실험의 종류에 따라 단독 사용 여부가 결정됩니다.

     

    럼푼은 마취제 투여 전에 주는 전마취제에 해당합니다. 전마취제의 투여를 통해 주사 또는 흡입마취제의 적용을 쉽게 할 수 있고 동물의  불안감 감소 및 핸들링 수월 등의 효과를 나타냅니다.
     

    럼푼을 토끼에서 단독 사용할 수 있습니다. 다만 심전도 측정, 방사선 촬영, 신체 검사 그리고 정맥 절개술과 같은 최소침습 및 동물에 위해가 높지 않은 간단한 처치에 한해서 사용이 가능합니다. 개복, 개흉 및 침습 수술과 같은 고통을 많이 동반하고 수술 및 처치에 긴 시간이 요구되어 전신마취가 필요한 상황의 경우 단독 사용을 할 수 없습니다. 

     

    럼푼은 신경안정제 및 진정제에 속하는 약물로 마취제의 범주에 들어가는 약물이 아니니 토끼에게 행해지는 실험의 종류에 따라 단독 사용 여부 결정해야 합니다. 실험 전  실험동물수의사와 상의 후 사용하시는 것을 추천드립니다. 
     

     

     

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    • 토끼는 어떻게 마취를 하나요?
    • 1. Gaertner DJ, Batchelder M, Hankenson FC, Hallman TM. Anesthesia and Analgesia for Laboratory in Rabbits. In: Fish R, Brown JM, Danneman PJ, Karas A, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2nd ed. San Diego: Academic Press; 2008
      2. Anderson L, Otto G, Pritchett-Corning K, Whary M. Preanesthesia, Anesthesia, Analgesia and Euthanasia(Rabbit). In: Fox J. Laboratory Animal Medicine. 3rd ed. Academic Press; 2015
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  • 마우스 마취제로 럼푼(Rompun, 성분명: Xylazine)은 단독 사용하지 않습니다.

     

    마취란 일정기간 동안 동물 신체의 일부 또는 전신의 감각상실을 일으키고 실험동물에게는 통증을 주지 않고 실험처치 및 수술을 실시하는 것을 목적으로 하며 이것을 유도하는 약물을 지칭해서 마취제라고 합니다. α2- adrenergic agonist 계열에 속하는 럼푼은 마취제가 아닌 신경안정제 또는 진정제로 구별되며 마취제 전에 투여하는 전마취제에 속합니다. 
     

    전마취제는 동물을 진정시키고 마취제의 용량을 줄여서 마취의 유도 및 회복을 용이하게 하는 작용을 나타내나 단독 사용으로 마취를 유도할 수 없습니다. 마우스 마취에서 럼푼은 케타민 또는 졸레틸과 같은 해리성 주사마취제와 혼합해서 사용되며 이 때 럼푼의 용량은 동물상태, 처치 및 수술 시간에 따라 5-10mg/kg 의 용량으로 사용할 수 있습니다. 럼푼은 동물전용의약품으로 수의사 처방전이 있어야 구매 가능한 약품입니다. 
     

     

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    • 졸레틸이 마약류로 취급 되면서 마우스 마취에 비상이 걸렸습니다. 졸레틸 만큼의 효과를 갖고 있고 업체에서 쉽게 구할 수 있는 마취제가 있을까요?
    • 1. Flecknell P, Lofgren JLS, Dyson MC, Marini RR, Swindle MM, Wilson RP. Preanesthesia, Anesthesia, Analgesia and Euthanasia. In: Fox JG, Anderson LC, Otto GM, Pritchett-Corning KR, Whary MT, eds. Laboratory Animal Medicine. 3rd ed. Academic Press; 2015:1135-1200.
      2. Gaertner DJ, Batchelder M, Hankenson FC, Hallman TM. Anesthesia and Analgesia in Rodents. In: Fish R, Danneman PJ, Brown M, Karas A, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. Academic Press;2008:239-297.
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  • 향정신성의약품은 “마약류 관리에 관한 법률”에 의거 사용자가 직접 약품에 대한 허가신청 및 관리를 해야합니다.

     

    동물실험에 많이 사용되는 케타민, 졸레틸 등은 향정신성의약품으로 분류되는 약품으로 동물실험을 하는 연구자가 사용하고자 할 경우 “마약류 관리에 관한 법률’ 제35조 마약류취급학술연구자로 허가를 받아서 사용해야 합니다.

    “마약류취급학술연구자”란 연구기관 및 학술기관 등에서 학술연구를 위해 마약류의 사용을 필요로 하는 자로 정의되며 동물실험을 위한 관련 약품 사용 시 식품의약품안전처장의 허가를 받아야 합니다.허가 시 제출하는 서류에는 진단서, 학술연구계획서 및 학술연구자의 자격에 관한 서류 등이 포함됩니다. 

    허가 후에는 사용하는 약품의 종류에 따라 약품 사용(취급) 보고 의무가 발생하는데 약품 별로 사용 후에 사용 보고 기간이 상이합니다. (Ex: 케타민은 취급한 다음달 10일 이내, 프로포폴의 경우 취급한 날로부터 7일 이내 등)

    또한 마약류취급학술연구자 허가가 없는 경우 약품의 구매는 불가합니다. 여러 연구자의 다양한 실험이 이루어지고 약품 사용자와 관리자가 구분되는 일반적인 동물실험실 상황에서 사용자 편의를 위한 동물실험실 관리자의 향정신성의약품의 구매 및 관리는 진행되어서는 안됩니다. 

     

     

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    • 졸레틸이 마약류로 취급 되면서 마우스 마취에 비상이 걸렸습니다. 졸레틸 만큼의 효과를 갖고 있고 업체에서 쉽게 구할 수 있는 마취제가 있을까요?
    • 토끼 마취를 하려고 합니다. 졸레틸이나 케타민을 구할 수 있는 방법은 없는 건가요?
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  • -제안1: 이유시킨 마우스의 힘이 약하다면 어미와 분리하는 시기를 좀 늦추거나 일주일 정도 물병을 함께 공급해 보세요. 물병은 거꾸로 거치되어 중력의 영향을 많이 받아 쉽게 물이 배출되므로 키가 작거나 힘이 약한 마우스에게 더 좋은 음수 공급방법이예요.

     

    -제안2: 새로 도입한 마우스가 물을 먹지 못할 것 같아 걱정된다면 배송 박스에 들어 있던 water gel을 일주일 간 케이지에 함께 넣어 두세요.  적응 기간에는 물병을 함께 공급하는 것도 좋아요. 단,  실험동물 생산 업체는 대부분 자동급수 환경이므로 이 점을 참고하세요.

     

    - 제안3: 번식하는 마우스가 이유하는 4주령에도 키가 작은 편이라 물병 노즐에 입이 닿기 어렵고 힘도 약해 보인다면  분만과 포유 기간을 고려하여 water gel을 미리 구해서 사육실에 준비해 두었다가 제공하세요.  Water gel 대신 한천배지도 사용할 수 있으니 기관의 관리자와 상의하세요.

     

    그림 1: Techniplast 사 GM500 물병 노즐 높이(6cm), 자동급수 노즐 높이(5.5cm)

    마우스의 활동을 보장하기 위한 케이지의 권장 높이 : 12.7cm (The guide. 2011) 

    그림 2: E 사 자동급수 노즐과 마우스(www.avidityscience.com/water-systems) 그림 3: HydroGel® as an Emergency Water Supply Solution
     

     

     

     

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    • 마우스에게 적절한 음수공급 (물 공급) 방법은 무엇이 있나요?
    • 마우스가 자동급수에 잘 적응할까요?
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  • C57BL/6J와 C57BL/6N은 유전적으로 매우 유사하지만 상당한 phenotypic difference가 확인 되었습니다. 따라서, background mice를 구입하는 업체는 크게 상관이 없지만 그 업체에서 어떤 계통의 마우스를 founder로 사용하여 실험동물을 제공하는지 확인한 후 반입해야 합니다. 유전자변형마우스(GEM)가 제작된 초기에는 대부분의 genetic background mice를 C57BL/6J로 사용했지만 최근 International Knockout Mouse Consortium(IKMC) 등에서 C57BL/6N을 사용하게 되면서 두 계통이 널리 사용되고 있으므로 보유한 마우스의 background strain을 숙지하신 후 구입처를 결정하시면 됩니다.

     

     

     


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    • LMO Background WT Mice의 구입 시 주의할 사항은 무엇이 있나요?
    • C57BL/6J와 C57BL/6N은 다른 계통인가요?
    • 1. Simon MM, Greenaway S, White JK, et al. A comparative phenotypic and genomic analysis of C57BL/6J and C57BL/6N mouse strains. Genome Biol. 2013;14(7):R82.
    • 2. Champy MF, Selloum M, Zeitler V, et al. Genetic background determines metabolic phenotypes in the mouse. Mamm Genome. 2008;19(5):318-331.
    • 3. Toye AA, Lippiat JD, Proks P, et al. A genetic and physiological study of impaired glucose homeostasis control in C57BL/6J mice. Diabetologia. 2005;48(4):675-686.
       
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  • Androgenetic alopecia(AGA)는 탈모의 가장 흔한 유형으로서 남성에서 주로 일어나는 탈모로 알려져 있지만 여성에서도 발생한다고 밝혀졌으며 암컷 마우스를 이용한 연구도 이루어지고 있습니다. Hair growth를 조절하는 기전은 hair-follicle cycling, endogenous, exogenous의 영향에 따라 나뉘며, 매우 다양한 요인들이 작용하므로 수컷 뿐 아니라 암컷 마우스를 이용하여 실험을 할 수 있습니다. 연구의 목적을 정하신 후 실험동물의 성별을 결정하시기 바랍니다.

     

     

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    • 발모실험은 왜 수컷을 사용하나요? 암컷은 안되나요?
    • 탈모실험은 어떻게 하나요?
    • 1. Zhang C et al. Escape of hair follicle stem cells causes stem cell exhaustion during aging Nat Aging. 2021;889–903.
    • 2. Crabtree JS, Kilbourne EJ, Peano BJ, et al. A mouse model of androgenetic alopecia. Endocrinology. 2010;151(5):2373-2380.
    • 3. Paus R, Cotsarelis G. The biology of hair follicles. N Engl J Med. 1999;341(7):491-497.
       
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