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지식 FAQ

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  • [제노프스의 Single-cell Sequencing]


    1. 조직을 단일세포로 분리하는 방법
     1) 효소적 분해: 콜라게나제, 트립신, 디스파제 등의 효소를 사용합니다.
     2) 기계적 분리: gentleMACS나 pipetting을 통한 물리적 분리 방법을 사용합니다.
     3) 조합 방법: 효소적 분해와 기계적 분리를 함께 사용하여 효율을 높입니다.


    2. Yolk Cell 제거 방법
     1) 밀도 구배 원심분리: Percoll이나 Ficoll을 사용하여 yolk cell을 분리합니다.
     2) FACS (Fluorescence-Activated Cell Sorting): 형광 표지를 이용해 원하는 세포만 분리합니다.
     3) 크기 기반 필터링: 특정 크기의 필터를 사용하여 yolk cell을 제거합니다.


    3. 주의사항
     1) RNA 분해를 최소화하기 위해 모든 과정을 빠르게 진행해야 합니다.
     2) RNase 억제제를 사용하여 RNA의 품질을 유지합니다.
     3) 세포 생존율을 높이기 위해 적절한 배양액과 온도 조건을 유지해야 합니다.

    • 제노프스의 조직을 단일세포 단위로 나눌 때 어떤 방법을 사용해야 하나요?
    • 제노프스로 Single-cell Sequencing을 진행했는데 Yolk Cell이 많이 잡혔습니다. 이를 제거하는 방법은 없나요?
    • 1. Lee J, Møller AF, Chae S, et al. A single-cell, time-resolved profiling of Xenopus mucociliary epithelium reveals nonhierarchical model of development. Sci Adv. 2023;9(14):eadd5745.
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  • [제노프스 개체를 구분하는 방법]


    1. 사진 식별법
    성체 제노프스의 배면 무늬를 사진으로 찍어 개체를 구분할 수 있습니다. Wild-ID와 같은 pattern matching software를 사용하여 개체를 식별할 수 있습니다. 이 방법은 비침습적이지만, 시간이 지남에 따라 정확도가 떨어질 수 있습니다.
    2. VIE(Visible Implant Elastomer) Tag
    피하에 형광 색소를 주입하는 방법입니다. 다양한 색상을 사용하여 개체를 구분할 수 있습니다.
    3. 마이크로칩 삽입
    피하에 작은 마이크로칩을 삽입하여 개체를 식별할 수 있습니다. 장기간 추적이 가능하지만 침습적인 방법입니다.
    4. 체형과 크기
    성별, 크기, 특징적인 무늬 등을 조합하여 개체를 구분할 수 있습니다.
    5. 발가락 절단법
    양서류에서 사용되는 방법이지만 윤리적 문제가 있을 수 있습니다.
    6. 색소 주입
    피부에 무해한 색소를 주입하여 일시적으로 표시할 수 있습니다.

     

    마우스에서 사용하는 ear punch나 ear tag은 제노프스에게 적합하지 않습니다.
    제노프스는 수생 동물이며 귀가 외부로 돌출되어 있지 않아 이러한 방법을 적용하기 어렵습니다.

    • 실험에 사용한 제노프스 성체들을 구분하고 싶습니다. 구분하는 방법이 무늬 비교밖에 없나요?
    • 마우스에서 사용하는 Ear Punch나 Ear Tag과 같은 방법으로 개체를 구분할 수 있나요?
    • 1. Aevarsson U, Arabella A, Carter K et al. IndIvIdual IdentIfIcatIon of the lake oku clawed frog (Xenopus longipes) usIng a PhotograPhIc IdentIfIcatIon technIque. Herpetological Conservation and Biology. 2022;17(1):67-75.
       
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  • [Haploid의 정의]


    Haploid란 정상적인 체세포의 염색체 수(2n)의 절반(n)만을 가진 세포나 개체를 말합니다. 제노프스의 경우, X. laevis는 정상적으로 36개의 염색체를 가지지만 haploid는 18개의 염색체만을 가집니다. Haploid 배아는 모계 유래의 단일 세트 염색체만을 가지고 있어 유전학적 연구에 매우 유용한 도구가 됩니다. 그러나 대부분의 haploid 배아는 발생 과정에서 치사되며 일부만이 초기 발생 단계를 지나 연구에 사용될 수 있습니다.

     

    [Haploid 제작 방법]


    제노프스에서 haploid 배아를 만드는 과정은 다음과 같습니다.


    1. 정자 불활성화
    - 준비된 정자 용액을 유리 페트리 디쉬에 옮깁니다.
    - UV 조사기를 사용하여 정자 DNA를 불활성화합니다. X. laevis의 경우 30-60초, X. tropicalis의 경우 20-30초 동안 조사합니다.
    2. 수정
    - 불활성화된 정자 용액을 난자 위에 골고루 뿌립니다.
    - 15-20분 후 1/3X MMR 용액으로 수정란을 덮습니다.

     

    [Haploid의 특징]


    Haploid 배아는 짧아진 체축, 소두증(Microcephaly), 불완전한 장 형성, 부종(Edema)과 같은 특징을 보입니다. 이러한 특징을 "haploid syndrome"이라고 합니다.

     

    [Haploid를 이용한 실험]


    Haploid 제노프스 배아는 다양한 연구에 활용될 수 있습니다.
    1. 유전학 연구: 열성 돌연변이의 표현형을 쉽게 관찰할 수 있습니다.
    2. 발생학 연구: 단일 세트의 염색체가 발생에 미치는 영향을 연구할 수 있습니다.
    3. 게놈 편집: CRISPR-Cas9 등의 기술을 사용할 때, haploid에서는 단일 대립유전자만 편집하면 되므로 효율이 높습니다.
    4. 배수성 연구: Haploid와 정상 배아를 비교하여 배수성이 발생에 미치는 영향을 연구할 수 있습니다.
    5. 모계 효과 연구: 부계 유전자의 영향 없이 모계 유전자의 효과만을 관찰할 수 있습니다.

     

     

    • 제노프스의 Haploid를 사용하여 어떤 실험을 할 수 있나요?
    • Haploid란 무엇인가요?
    • 1. Gibeaux R, Heald R. Generation of Xenopus Haploid, Triploid, and Hybrid Embryos. Methods Mol Biol. 2019;1920:303-315.
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  • [GRP의 중요성]


    GRP는 제노프스 배아에서 좌우축 결정에 중요한 역할을 하는 구조입니다. 이는 마우스의 ventral node와 기능적으로 유사합니다.

     

    [GRP의 특징]


    1. 위치: 배아의 위장관(Gastrocoel) 지붕에 위치합니다.
    2. 구조: 단일 섬모를 가진 세포들로 구성되어 있습니다.
    3. 기능: 섬모의 회전 운동으로 왼쪽 방향의 유체 흐름을 생성합니다.

     

    * 그림출처: Schweickert A et al. Differentiation. 2012;83(2):S67-S77.

     

    [GRP 연구 방법]


    1. GRP 분리
    - 신경배 단계의 배아를 사용합니다.
    - 미세 수술 기술을 이용하여 GRP를 분리합니다.
    - 칼슘-마그네슘이 없는 배지를 사용하면 분리가 더 쉽습니다.
    2. 섬모 관찰
    - 면역염색을 통해 F-actin, fibronectin 등의 표지자를 관찰할 수 있습니다.
    - 전자현미경을 이용하여 섬모의 구조를 상세히 관찰할 수 있습니다.
    3. 유체 흐름 관찰
    - 형광 비드를 이용하여 GRP에서 생성되는 유체 흐름을 시각화할 수 있습니다.

     

    • 제노프스 발생과정에서 좌우축을 결정하는 곳이 어디인가요?
    • Nodal Cilia에 대해 연구를 하고 싶습니다. 어디를 확인해야하나요?
    • 1. Schweickert A, Walentek P, Thumberger T, Danilchik M. Linking early determinants and cilia-driven leftward flow in left-right axis specification of Xenopus laevis: a theoretical approach. Differentiation. 2012;83(2):S67-S77.
      2. Sampath K, Cheng AM, Frisch A, Wright CV. Functional differences among Xenopus nodal-related genes in left-right axis determination. Development. 1997;124(17):3293-3302.
      3. Buceta J, Ibañes M, Rasskin-Gutman D, Okada Y, Hirokawa N, Izpisúa-Belmonte JC. Nodal cilia dynamics and the specification of the left/right axis in early vertebrate embryo development. Biophys J. 2005;89(4):2199-2209.
      4. Antic D, Stubbs JL, Suyama K, Kintner C, Scott MP, Axelrod JD. Planar cell polarity enables posterior localization of nodal cilia and left-right axis determination during mouse and Xenopus embryogenesis. PLoS One. 2010;5(2):e8999.
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  • [제노프스의 Animal Cap]


    Animal cap은 제노프스 배아의 동물극(Animal Pole) 주변 부위를 말합니다. 이 부위는 다음과 같은 특징을 가집니다:
    1. 배아의 포배기(Blastula Stage)에 위치합니다.
    2. 정상 발생 과정에서는 외배엽(Ectoderm)으로 분화됩니다.
    3. 다능성(Pluripotency)을 가지고 있어 특정 유도 물질에 노출되면 신경, 중배엽, 내배엽 조직으로 분화할 수 있습니다.

     

    * 그림출처: Lee J et al. Sci Adv. 2023;9(14):eadd5745.

     

     

    [Animal Cap을 이용한 표피 연구 방법]


    Animal cap은 제노프스 표피 연구에 매우 유용한 도구입니다. 다음과 같은 방법으로 연구를 진행할 수 있습니다.


    1. Animal Cap 분리
    - 포배기 배아에서 animal cap을 미세 수술로 분리합니다. 이 과정은 칼슘-마그네슘이 없는 배지를 사용하여 더 쉽게 할 수 있습니다.
    2. Animal Cap 배양
    - 분리된 animal cap을 적절한 배양액에서 키웁니다. 특정 유도 물질 없이 배양하면 표피로 분화합니다.
    3. 분화 과정 관찰
    - Animal cap은 약 24시간 내에 성숙한 표피로 분화합니다. 면역염색을 통해 F-actin, fibronectin 등의 표지자를 관찰할 수 있습니다.

     

    이 방법을 통해 yolk가 많은 배아 전체를 사용하지 않고도 표피 분화에 대한 상세한 연구를 진행할 수 있습니다. Animal cap은 배아의 다른 조직들로부터 분리되어 있어 순수한 표피 분화 과정을 관찰하기에 이상적입니다.

    • 제노프스의 표피 연구를 진행하고 싶은데 배아에서 Yolk가 많아 실험진행이 어렵습니다. 어떻게 하면 되나요?
    • 제노프스의 표피 분화에 대해 연구하고 싶습니다. 어떤 방법이 있나요?
    • 1. Kim HY, Jackson TR, Stuckenholz C, Davidson LA. Tissue mechanics drives regeneration of a mucociliated epidermis on the surface of Xenopus embryonic aggregates. Nat Commun. 2020;11(1):665.
      2. Ariizumi T, Takahashi S, Chan TC, Ito Y, Michiue T, Asashima M. Isolation and differentiation of Xenopus animal cap cells. Curr Protoc Stem Cell Biol. 2009;Chapter 1:. 
      3. Lee J, Møller AF, Chae S, et al. A single-cell, time-resolved profiling of Xenopus mucociliary epithelium reveals nonhierarchical model of development. Sci Adv. 2023;9(14):eadd5745.
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  • [제노프스 세포 배양 가능성]


    제노프스에서 세포를 추출하여 배양하는 것은 가능합니다. 실제로 여러 제노프스 세포주가 개발되어 연구에 활용되고 있습니다.

     

    [제노프스 세포주 현황]

     

    1. Xenopus laevis 유래 세포주: X-C, XTC, A6, XL177, XL2, XL58, XLK-WG 등 20개 이상의 세포주가 Cellosaurus 데이터베이스에 등록되어 있습니다. S3 세포주는 정상 염색체 수를 가진 것으로 알려져 있습니다.

    2. Xenopus tropicalis 유래 세포주: Speedy 세포주가 알려져 있으며 21개의 염색체를 가진 안정적인 이수성 핵형을 보입니다. 최근 XTN-6, XTN-8, XTN-10, XTN-12 등 4개의 새로운 세포주가 개발되었습니다.

     

    [제노프스 세포 배양의 장점]


    1. 간단한 배양 조건: 30°C, 희석된 L-15 배지, 혈청 사용
    2. CO2 incubator 불필요
    3. 인체 병원체 위험이 낮아 BSL2 주의사항 불필요

     

    • 제노프스 Cell Line은 없나요?
    • 제노프스 세포주를 왜 사용하나요?
    • 1. Gorbsky GJ, Daum JR, Sapkota H, et al. Developing immortal cell lines from Xenopus embryos, four novel cell lines derived from Xenopus tropicalis. Open Biol. 2022;12(7):220089.
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  • [Microinjection 주입량 결정 방법]


    Microinjection 주입량은 주로 다음 요소들을 고려하여 결정합니다.
    1. 주입 압력과 시간
    2. 미세주사 바늘의 직경
    3. 주입 용액의 농도

     

    일반적으로 다음과 같은 방법으로 주입량을 계산하고 조절합니다.


    1. 주입 압력과 시간을 조절하여 원하는 부피를 주입합니다.
    2. 미세주사 바늘을 calibration하여 특정 압력과 시간에서의 주입량을 측정합니다.
    3. 형광 물질을 이용해 주입량을 시각화하고 정량화합니다.

     

    [제노프스 배아 주입량 계산]


    제노프스 배아에 morpholino나 mRNA를 주입할 때는
    1. 일반적으로 배아 당 50-100nL의 용액을 주입합니다.
    2. Morpholino의 경우 보통 20-80ng/배아의 범위에서 주입합니다.
    3. mRNA는 실험 목적에 따라 다양한 농도(예: 100-1000pg/배아)로 주입합니다.

     

    예를 들어, 40ng의 morpholino를 주입하고 싶고 stock 농도가 1 ng/nL인 경우, 40ng÷1ng/nL = 40nL의 용액을 주입해야 합니다.
    정확한 주입을 위해 미세주사 바늘을 calibration하고 형광 물질로 주입량을 확인하는 것이 좋습니다.

     

    • 제노프스 배아에 Morpholino나 mRNA 주사를 통하여 유전자 발현을 조절하고 싶습니다. 배아에 주사되는 물질의 양은 어떻게 계산하나요?
    • 가지고 있는 물질의 농도를 토대로 Microinjection을 통해 한 배아에 들어가는 물질의 양은 어떻게 알 수 있나요?
    • 1. Chow YT, Chen S, Wang R, et al. Single Cell Transfection through Precise Microinjection with Quantitatively Controlled Injection Volumes. Sci Rep. 2016;6:24127.
      2. Cohen S, Au S, Panté N. Microinjection of Xenopus laevis oocytes. J Vis Exp. 2009;(24):1106.
      3. Tandon P, Showell C, Christine K, Conlon FL. Morpholino injection in Xenopus. Methods Mol Biol. 2012;843:29-46.
      4. Mimoto MS, Christian JL. Manipulation of gene function in Xenopus laevis. Methods Mol Biol. 2011;770:55-75.
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  • 예쁜꼬마선충에서 주로 사용되는 RNAi(RNA간섭)기법으로는 크게 2가지가 있습니다.

     

    1. dsRNA Microinjection
    벌레의 몸에 직접 바늘을 통해 dsRNA를 주입하는 기법으로 다른 RNAi 방법에 비해 빠르고 효과적이라는 장점이 있지만 고가의 장비를 필요로 하고 실험자에게 숙련된 기술을 요구한다는 단점이 있습니다. 아래 그림과 같이 벌레의 생식선에 바늘을 찌른 후 dsRNA를 주입합니다. Microinjection에  관한 자세한 사항은 아래 사이트를 참고하시기 바랍니다.

     

    * 참고 사이트: WormBook. Transfer and Microinjection.

     

    그림 1.

    * 그림출처: WormBook. Transfer and Microinjection.

     

    그림 2. Microinjection 장비

    * 그림출처: Daniel J et al. Microinjection into the gonads of C. elegans using Eppendorf InjectMan® 4. 2013.

     

    2. Feeding RNAi
    원하는 유전자를 E.coli를 통해 cloning하여 세균이 만든 dsRNA를 벌레가 섭취하게 하여 RNAi를 하는 기법입니다. Microinjection처럼 실험자에게 숙련된 기술을 요구하지 않고 간편하다는 장점이 있지만 cloning을 한 후 plate를 만들어야 하는 번거로움이 있으며 RNAi efficiency가 일정하지 않다는 단점이 있습니다. Feeding RNAi 기법에 대한 자세한 방법과 원리는 아래 출처의 내용 5.1.3을 참고하시기 바랍니다.

     

    그림 3. 

    * 그림출처: Elgeti DD. Characterization of potential modulators of the intestinal peptide transporter PEPT1 in Caenorhabditis elegans and human colon carcinoma cells. 2010.

     

    • 예쁜꼬마선충에서 사용되는 RNA 간섭 기법의 장단점은 무엇인가요?
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  • 유전자 편집 방법 중 하나인 3세대 유전자 가위 CRISPR/Cas9은 원하는 타깃 유전자를 선택적으로 돌연변이 시켜버릴 수 있다는 장점이 있으며 RNA로 만들어진 ‘guide RNA’와 DNA를 절단하는 효소인 ‘Cas9’ 으로 이루어져 있습니다. 가이드 RNA는 DNA를 절단할 수 있는 기능을 갖는 Cas9 단백질과 복합체를 이루고, RNA는 상보적 염기 서열을 갖는 DNA에 결합합니다. 이러한 CRISPR/Cas9 system을 이용하여 복합체 및 선택 marker, 편집된 plasmid를 구성하고 이 injection mixture을 사용하여 선충에 미세주입하여 편집된 벌레를 screening 하는 단계를 거칩니다.

     

    그림 1. CRISPR/Cas9 System

     

     

    그림 2. Microinjection

     

    그림 3. CRISPR/Cas9을 이용한 선충의 유전자 편집실험

    * 그림출처: Harbin JP et al. MicroPubl Biol. 2023;2023:10.17912/micropub.biology.000968.

     

    1. 안정적인 F1 자손을 얻기 위해 미세주입에 앞서 준비할 선충의 단계는 젊은 성충(Young Adult)으로 선택합니다.
    2. 주입(Injection) 혼합물에 guide RNA와 복합체를 이룬 Cas9 단백질은 DNA template과 함께 생식샘(Gonad)에 직접 주입됩니다. 주입된 리보핵산단백질 복합체는 생식샘에서 작용하여 감수분열 난모세포 내에서 표적 이중 가닥 전달을 생성하고 주입된 모체로부터 직접 편집된 F1 자손을 생성할 수 있습니다. 성공적으로 주입된 자손의 선충을 식별하기 쉽도록, dpy-10(dumpy) 유전자를 편집하도록 설계된 가이드 RNA 및 DNA 복구(repair) 올리고뉴클레오타이드 포함합니다. 
    3. 표준 PCR 방법을 사용하여 표적 부위에서 DNA를 증폭하고 전기영동을 통해 이동성 변화를 screening 합니다. 가능하다면 쉽게 감지할 수 있는 marker를 주입하여 형광 스테레오 현미경으로 F1 자손을 screening하여 성공적으로 주입된 P0 암컷을 식별합니다.
    4. 새로운 돌연변이를 식별한 후 형제 교배를 사용하여 동형 접합체를 만듭니다. 또는 균형 돌연변이를 지닌 동물과 교배하여 안정적인 이형 접합체 균주를 확립합니다. 동형 접합체가 식별되면 돌연변이 선충의 고유한 특성을 연구할 수 있습니다.

    • 예쁜꼬마선충에 CRISPR/Cas9 System을 미세주입하여 유전자 편집을 하는 과정은 어떻게 이루어지나요?
    • 1. Berkowitz LA, Knight AL, Caldwell GA, Caldwell KA. Generation of stable transgenic C. elegans using microinjection. J Vis Exp. 2008;(18):833. 
      2. Brenner S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 1974;77(1):71-94.
      3. Ghanta KS, Ishidate T, Mello CC. Microinjection for precision genome editing in Caenorhabditis elegans. STAR Protoc. 2021;2(3):100748.
      4. Gupta BP, Johnsen R, Chen N. Genomics and biology of the nematode Caenorhabditis briggsae. WormBook. 2007;1-16. 
      5. Paix A, Wang Y, Smith HE, et al. Scalable and versatile genome editing using linear DNAs with microhomology to Cas9 Sites in Caenorhabditis elegans. Genetics. 2014;198(4):1347-1356.
      6. Sulston JE, Schierenberg E, White JG, Thomson JN. The embryonic cell lineage of the nematode Caenorhabditis elegans. Dev Biol. 1983;100(1):64-119.
      7. Spanjaard B, Hu B, Mitic N, et al. Simultaneous lineage tracing and cell-type identification using CRISPR-Cas9-induced genetic scars. Nat Biotechnol. 2018;36(5):469-473.
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  • 예쁜꼬마선충은 길이 1mm 정도의 작은 생물로 야생에서는 썩은 과일이나 나뭇잎에 서식합니다. 실험실에서는 주로 60mm 크기의 작은 플라스틱 플레이트 안의 고체 배지에서 키우게 됩니다. 이 작은 선충은 다른 동물들에 비해 매우 단순한 신경구조를 가지고 있지만 여러 자극에 반응하여 움직입니다. 특히 후각신경이 발달하여 진동이나 특정 화학적 냄새 같은 자극에 민감하게 반응할 수 있습니다.

     

    예쁜꼬마선충에 특정 자극(진동, 냄새 등)을 가하면 선충은 그 자극에 반응하여 현재 상태와 다른 행동을 보입니다. 이러한 자극이 지속적으로 노출되면 일정 시간이 지나면서 선충의 반응은 초기보다 감소하게 되는데 이를 습관화(Habituation)라고 합니다. 습관화는 반복적인 자극에 대해 생물체의 반응이 점차 약해지는 과정을 의미합니다. 이는 학습의 한 형태로 무의미한 자극에 불필요하게 에너지를 소모하지 않으려는 생물체의 적응 과정 중 하나로 볼 수 있습니다.

     

    이러한 습관화 관찰 실험은 실험실 조건에서도 충분히 가능합니다. 습관화는 일종의 학습과 기억 실험으로 다양한 자극을 통해 선충의 반응을 관찰할 수 있습니다. 학습은 선충이 반응하는 거의 모든 자극에서 가능하며 대표적인 자극으로는 진동, 냄새, 물리적 자극, 온도 등이 있습니다.

     

    선충은 외부 자극에 따라 다양한 반응을 보이지만, 특히 움직임의 변화를 쉽게 관찰할 수 있습니다. 예를 들어, 거의 움직이지 않는 선충에게 외부 자극을 주면 운동성이 증가하는 반응을 보일 수 있으며, 앞으로 움직이는 선충에 자극을 가했을 때는 반대로 움직이는 행동을 관찰할 수 있습니다. 또한 학습을 통해 선충이 싫어하는 자극을 형성한 후, 해당 자극을 주면 그 자극을 피하려는 움직임을 보이기도 합니다.

     

    1. 진동 자극에 의한 습관화
    진동 자극에 의한 습관화 실험은 다양한 방식으로 진행될 수 있지만 그 중에서도 지속적인 자극에 선충이 더 이상 반응하지 않는 현상을 관찰할 수 있습니다. 예를 들어, 선충이 있는 플레이트에 지속적으로 진동을 가하면 처음에는 선충이 반응하지만 시간이 지나면 선충에게 직접적인 물리적 자극을 가해도 더 이상 움직이지 않는 모습을 확인할 수 있습니다. 이후 진동이 멈추고 시간이 흐르면 선충은 점차 다시 자극에 반응하며 움직이기 시작합니다.

     

    2. 냄새(화학감각) 자극에 의한 습관화
    예쁜꼬마선충은 특정 화학물에 대해 선천적인 선호를 보입니다. 처음에는 그 화학물의 냄새에 반응해 움직이지만, 지속적으로 같은 냄새에 노출되면 점차 반응이 줄어들고, 결국 더 이상 반응하지 않게 됩니다. 그러나 냄새 자극이 사라지고 일정 시간이 지나면, 다시 그 냄새에 반응하는 모습을 보입니다.

     

    3. 온도 자극에 의한 습관화
    예쁜꼬마선충은 실험실 조건에서 일반적으로 20°C에서 배양됩니다. 그러나 30°C와 같은 더 높은 온도로 이동하면 운동성에 급격한 변화가 나타납니다. 하지만 사전에 30°C에서 30분간 노출된 선충은 20°C에서 30°C로 다시 옮겨졌을 때 이러한 급격한 운동성 변화를 보이지 않습니다. 이는 선충이 온도 변화에 적응하여 더 이상 급격한 반응을 하지 않게 된다는 것을 나타내며 온도 자극에 대한 습관화의 한 예로 볼 수 있습니다.

     

     

    • 예쁜꼬마선충이 자극에 대한 반응이 감소하는 이유는 무엇인가요?
    • 예쁜꼬마선충의 학습과 기억을 측정할 수 있는 실험적 자극은 무엇이 있나요?
    • 1. White JG, Southgate E, Thomson JN, Brenner S. The structure of the nervous system of the nematode Caenorhabditis elegans. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 1986;314(1165):1-340.
      2. Giles AC, Rankin CH. Behavioral and genetic characterization of habituation using Caenorhabditis elegans. Neurobiol Learn Mem. 2009;92(2):139-146.
      3. Chen X, Chalfie M. Modulation of C. elegans touch sensitivity is integrated at multiple levels. J Neurosci. 2014;34(19):6522-6536.
      4. Bernhard N, van der Kooy D. A behavioral and genetic dissection of two forms of olfactory plasticity in Caenorhabditis elegans: adaptation and habituation. Learn Mem. 2000;7(4):199-212.
      5. Parida L, Neogi S, Padmanabhan V. Effect of temperature pre-exposure on the locomotion and chemotaxis of C. elegans. PLoS One. 2014;9(10):e111342. 
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