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지식 FAQ

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  • 간섬유화는 간 내에 콜라젠이 다량으로 축적되는 질환으로 크게 화학 독성 물질 혹은 식이요법 매개 유도방법으로 2가지로 나눌 수 있다. 

     

    1. Chemical 모델 
    사염화탄소(Carbon Tetrachloride; CCl4) 및 Thioacetamide(TAA)가 있으며 Intraperitoneal Injection을 통해 6~8주간 간경화 질환이 유도될 수 있다. 일반적으로, TAA보다는 CCl4가 더 많이 활용되고 있는 모델이다.

     

    2. 식이요법 모델
    아미노산 결핍 식이요법이 있는데 Methionine과 Choline Deficient(MCD) 식이요법을 6주간 시행하면 간 내 지방간과 콜라젠이 축적된다. 이외에도 MCD diet의 다른 부작용들을 보완하기 위해 Choline-Deficient High Fat Diet (CD-HFD), Choline-Deficient L-Amino Acid Defined High Fat Diet(CDAA-HFD) 등을 활용하고 있으며 최근에는 CDAA-HFD의 10주 식이요법으로 유도한 간섬유화 모델이 많이 활용되고 있다.
    이외에도 cholestasis를 통해 간섬유화를 유발시키는 Bile Duct Ligation(BDL)이나 3,5-Diethoxycarbonyl-1,4-Dihydrocollidine(DDC) diet가 있으나 담관 염증 소견에 국한되므로 담관 질환 모델로만 인식되고 있다.

     

     

     

    • 간섬유화는 어떻게 유도하나요?
    • Liver Fibrosis는 어떻게 만드나요?
    • 1. Wu S, Wang X, Xing W, et al. An update on animal models of liver fibrosis. Front Med (Lausanne). 2023;10:1160053.
      2. Ravichandra A, Schwabe RF. Mouse Models of Liver Fibrosis. Methods Mol Biol. 2021;2299:339-356.
      3. Lee YS, Seki E. In Vivo and In Vitro Models to Study Liver Fibrosis: Mechanisms and Limitations. Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 2023;16(3):355-367.
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  • 마우스 배아의 착상 전 배아 발달 단계는 다음과 같습니다.


    1. Zygote: 난자와 정자가 수정된 직후의 단계로 각 정자와 난자 유래 전핵을 확인할 수 있는 단계로 주로 형질전환 마우스 모델 제작에 사용되는 배아 단계
    2. 2-Cell Stage: 수정 후 1일 정도가 지나면 첫 번째 세포 분열이 일어나며 2세포기로 전환, 해당 단계도 세포질 미세주입 방법으로 형질전환 마우스 모델 제작에 사용 가능한 배아 단계
    3) 4-Cell Stage: 추가적인 세포 분열을 거쳐 4세포기로 전환
    4) 8-Cell Stage: 수정 후 약 2-3일이 지나면 8세포기에 도달
    5) Morula Stage: 수정 후 약 3-4일 경으로 16세포 이상의 덩어리를 형성하는 시기
    6) Blastocyst Stage: 착상 직전의 마지막 단계로 수정 후 4-5일이 지나면 발생하며 이 시점에 내부세포괴(Inner Cell Mass; ICM)와 외부세포층(Trophectoderm; TE)이 형성되는 단계로 이 단계에서 자궁 내에 착상이 시작

     

    * 그림출처: Michel Cohen-Tannoudji. Early Mouse Development. http://stemcells.free.fr/?page_id=237

     

    형질전환 마우스 모델 제작에서 일반적으로 사용되는 배아 단계는 zygote 또는 2-cell 단계입니다. 이 단계에서 미세주입(Microinjection) 또는 전기천공법(Electroporation) 방법으로 유전자 조작이 가능합니다.

     

    • 배아단계는 어떻게 측정하나요?
    • 마우스 모델 제작에 사용하는 배아는 어떤 단계인가요?
    • 1. Michel Cohen-Tannoudji. Early Mouse Development. http://stemcells.free.fr/?page_id=237
      2. Saiz N, Plusa B. Early cell fate decisions in the mouse embryo. Reproduction. 2013;145(3):R65-R80.
      3. Jeong TY, Lim SY, Seong JK, Kim K. Targeted Mutagenesis in Mice Using a Base Editor. Methods Mol Biol. 2023;2606:99-119.
      4. Lee H, Yoon DE, Kim K. Genome editing methods in animal models. Anim Cells Syst (Seoul). 2020;24(1):8-16.
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  • 마우스의 Estrous Cycle을 확인하는 방법은 주로 질 세포를 관찰하는 방식(Vaginal Cytology)으로 이루어집니다. 마우스의 Estrous Cycle은 4-5일 주기로 발생하며 Proestrus, Estrus, Metestrus, Diestrus의 4가지 주요 단계를 포함합니다. 각 단계에서의 질 세포 변화를 확인하는 방법은 아래와 같습니다.

     

    1) 질 세포 채취: 세포를 채취하기 위해 소량의 식염수(0.9% NaCl)를 질 내에 주입한 후 피펫으로 흡입하여 세포를 수집
    2) 세포 염색: 채취한 세포를 슬라이드에 놓고 고정한 후, Giemsa 염색 또는 Diff-Quick 염색 등을 사용해 세포를 염색
    3) 현미경 관찰: 현미경으로 세포를 관찰하여 주기를 평가

     

    * 그림출처: Sari GP et al. Sci Rep. 2022;12(1):21985.

     

    각 단계에서 보이는 세포 유형은 다음과 같습니다.

    - Proestrus: 대부분의 세포가 핵이 큰 핵세포(Nucleated Epithelial Cell) 존재
    - Estrus: 각질화된 비핵 세포(Cornified Epithelial Cell)가 대부분 존재
    - Metestrus: 비핵세포와 함께 백혈구(Leukocyte)가 존재
    - Diestrus: 백혈구(Leukocyte)가 다수 존재하며 소수의 핵세포가 존재

     

    * 그림출처: Byers SL et al. PLoS One. 2012;7(4):e35538.

    • 마우스의 번식주기를 어떻게 판단하나요?
    • 마우스의 Estrous Cycle을 측정하고 싶어요
    • 1. Sari GP, Hilario PLL, Yuri S, Honda A, Isotani A. Scheduled simple production method of pseudopregnant female mice for embryo transfer using the luteinizing hormone-releasing hormone agonist. Sci Rep. 2022;12(1):21985.
      2. Byers SL, Wiles MV, Dunn SL, Taft RA. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 2012;7(4):e35538.
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  • DTR(Diphtheria Toxin Receptor)과 DTA(Diphtheria Toxin A Fragment) 마우스 시스템은 특정 세포를 제거(Ablating)하거나 기능을 연구하기 위해 사용됩니다. 이들은 세포의 선택적 제거를 통해 생리적 또는 병리적 현상을 분석하는데 유용합니다.  

     

    [DTR 마우스 시스템 (Diphtheria Toxin Receptor)]


    - 기본 원리: 사람의 디프테리아 독소 수용체(DTR)를 특정 세포에 발현시켜 디프테리아 독소(DT)에 감수성을 부여합니다.
    - 마우스 세포는 원래 DT에 저항성을 가지지만 DTR을 발현하도록 조작된 세포는 DT 처리시 선택적으로 죽습니다.

     

    [DTA 마우스 시스템 (Diphtheria Toxin A Fragment)]


    - 기본 원리: DTA는 디프테리아 독소의 활성 부위로 단백질 합성을 억제하여 세포 사멸을 유도합니다.
    - DTA 발현 유전자를 특정 세포 특이적 promoter와 연결해 표적 세포를 영구적으로 제거합니다.

     

     

     

     

    [DTR / DTA 시스템 비교]

     

    • 우리가 원하는 유전자를 발현하는 세포를 제거하는 것이 가능한가요?
    • 특정 세포만 죽일 수 있을까요?
    • 1. Saito M, Iwawaki T, Taya C, et al. Diphtheria toxin receptor-mediated conditional and targeted cell ablation in transgenic mice. Nat Biotechnol. 2001;19(8):746-750.
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  • Lineage tracing(계보 추적)은 세포가 어떻게 분화하고 조직을 형성하는지 또는 특정 세포 집단의 후손이 어떻게 변화하고 위치하는지를 추적하기 위해 사용되는 유전학적/화학적 방법입니다. 세포에 표지를 남겨 후속 세포들까지 그 흔적을 볼 수 있게 하며 이를 통해 세포의 운명을 이해할 수 있습니다. 특히 마우스 모델은 이 연구에 많이 사용됩니다. 이를 통해 특정 세포가 조직 내에서 어떤 역할을 하는지 파악할 수 있으며 암, 재생, 발달 연구 등 다양한 분야에 활용됩니다.

     

    [Lineage tracing 마우스 모델의 구성 요소 및 방법]


    주로 유전자 조작을 통해 형질주입된 마우스를 사용합니다. 일반적으로 Cre-LoxP 시스템을 사용합니다.

    - Cre Recombinase: 특정 DNA 서열(LoxP) 사이의 유전자를 제거하거나 활성화합니다.
    - LoxP 서열: Cre가 인식하는 DNA 위치입니다. 두 LoxP 사이에 있는 유전자는 Cre에 의해 제거됩니다.

     

    [작동 방식]


    1. 세포 특이적인 프로모터(예: Villin 프로모터)는 Cre 유전자를 조절합니다.
    2. 특정 시점에서 Cre가 발현되면 LoxP로 둘러싸인 구간의 유전자가 절단되거나 활성화됩니다.
    3. 이로써 세포가 특정 유전자를 발현하거나 형광 단백질(GFP, tdTomato 등)로 표지됩니다.

     

    • 세포의 운명변화를 어떻게 알 수 있을까요?
    • Lineage Tracing이 무엇인가요?
    • 1. Kretzschmar K, Watt FM. Lineage tracing. Cell. 2012;148(1-2):33-45.
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  • [동위원소 추적 실험을 위한 영양소 주입방법]


    생체 내 동위원소 추적(In Vivo Isotope Tracing)은 다세포 생물체 수준에서 장기별 및/또는 전신 대사를 평가하는 실험 기법입니다.  
    성공적인 생체 내 추적 실험을 수행하기 위해서는 사용되는 영양소 추적 물질과 해결하고자 하는 질문에 따라 적절한 전달 방법을 신중하게 고려하는 것이 중요합니다. 

     

    예를 들어, 포도당이 생리적으로 어떻게 사용되는지 이해하는 것을 목표로 한다면 경구 섭취가 가장 이상적입니다. 왜냐하면 포도당은 위장관을 통해 흡수되며 신속하게 대사되기 때문입니다. 반면에 글루타민의 이용을 조사하려면 정맥 주사가 더 이상적일 수 있습니다 (그림).  이는 글루타민이 식단에서 유래하기보다는 주로 말초 조직에서 생산되고 방출되기 때문입니다.  

     

     


     

    • 마우스에서 In Vivo 동위원소 추적 실험은 어떻게 하나요?
    • In Vivo 동위원소 추적을 위한 동위원소 영양소 추적제는 어떤 경로로 주입하나요?
    • 1. Jang C, Chen L, Rabinowitz JD. Metabolomics and Isotope Tracing. Cell. 2018;173(4):822-837.
      2. Kaushik AK, DeBerardinis RJ. Applications of metabolomics to study cancer metabolism. Biochim Biophys Acta Rev Cancer. 2018;1870(1):2-14.
      3. Jang C, Hui S, Lu W, et al. The Small Intestine Converts Dietary Fructose into Glucose and Organic Acids. Cell Metab. 2018;27(2):351-361.e3.
      4. Neinast MD, Jang C, Hui S, et al. Quantitative Analysis of the Whole-Body Metabolic Fate of Branched-Chain Amino Acids. Cell Metab. 2019;29(2):417-429.e4.
      5. Lau KS, Fatania HR, Randle PJ. Regulation of the branched chain 2-oxoacid dehydrogenase kinase reaction. FEBS Lett. 1982;144(1):57-62.
      6. Taguchi R, Minami A, Matsuda Y, et al. Preferential Accumulation of 14C-N-Glycolylneuraminic Acid over 14C-N-Acetylneuraminic Acid in the Rat Brain after Tail Vein Injection. PLoS One. 2015;10(6):e0131061.
      7. Steel CD, Stephens AL, Hahto SM, Singletary SJ, Ciavarra RP. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Anim (NY). 2008;37(1):26-32.
      8. Camarda R, Zhou AY, Kohnz RA, et al. Inhibition of fatty acid oxidation as a therapy for MYC-overexpressing triple-negative breast cancer. Nat Med. 2016;22(4):427-432.
      9. Reisz JA, D'Alessandro A. Measurement of metabolic fluxes using stable isotope tracers in whole animals and human patients. Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2017;20(5):366-374.
      10. Fernández-García J, Altea-Manzano P, Pranzini E, Fendt SM. Stable Isotopes for Tracing Mammalian-Cell Metabolism In Vivo. Trends Biochem Sci. 2020;45(3):185-201.
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  • [온도 적응을 통한 마우스 발열 지방 조직 활성]


    마우스 발열 지방조직(Thermogenic Adipose Tissue); 갈색 지방조직, 베이지 지방조직 활성 온도 적응을 시작하기 최소 1주 전에 생쥐를 격리하여 1-2마리씩 각각의 케이지에 배치합니다. 

     

     

    원하는 조건에 맞춰 공기 환기, 온도 및 습도 조절 기능이 있는 설치류 인큐베이터를 준비합니다. 각 그룹에 1-2마리씩 고르게 배분하고, 단일 주거가 온도에 의한 생리적 변화를 더 민감하게 감지하므로 권장됩니다. 각 그룹의 주거 조건은 다음과 같습니다.


     - 온열 중립 그룹 (30°C): 30°C에서 최대 4주 동안 유지됩니다.
     - 가벼운 저온 그룹 (20-22°C): 표준 사육 조건에서 유지됩니다.
     - 심한 저온 그룹 (6-10°C): 처음 1주간 마우스를 18°C에 둔 후 둥지 재료 없이 매주마다 점진적으로 온도를 낮춥니다.  4주차에 이르면 온도는 6°C에 도달합니다. 

     

    온도 진행 순서는 다음과 같습니다. : 18°C → 14°C → 10°C → 6°C

     

     

    [기본 표현형 및 발열 지방조직 활성 분석]


    마우스 몸무게, 식이 섭취량, 조직염색을 통해 온도 적응 실험이 잘 진행되었는지, 발열 지방조직이 잘 활성화 되었는지 확인합니다. 저온 조건일수록 높은 대사 요구로 인해 온열 그룹에 반해 몸무게 감소, 식이 섭취량 증가, 그리고 발열 지방조직 활성이 증가합니다.

     

    • 갈색 지방조직, 베이지 지방조직 활성은 어떻게 측정할 수 있나요?
    • 마우스 온도 적응 실험은 어떻게 하나요?
    • 1. Lee S, Lim G, Kim S, et al. Arteriovenous Metabolomics to Measure In Vivo Metabolite Exchange in Brown Adipose Tissue. J Vis Exp. 2023;(200):10.3791/66012.
      2. Jung SM, Doxsey WG, Le J, et al. In vivo isotope tracing reveals the versatility of glucose as a brown adipose tissue substrate. Cell Rep. 2021;36(4):109459.
      3. Jung SM, Hung CM, Hildebrand SR, et al. Non-canonical mTORC2 Signaling Regulates Brown Adipocyte Lipid Catabolism through SIRT6-FoxO1. Mol Cell. 2019;75(4):807-822.e8.
      4. Jung SM, Le J, Doxsey WG, et al. Stable Isotope Tracing and Metabolomics to Study In Vivo Brown Adipose Tissue Metabolic Fluxes. Methods Mol Biol. 2022;2448:119-130.
      5. Jung SM, Sanchez-Gurmaches J, Guertin DA. Brown Adipose Tissue Development and Metabolism. Handb Exp Pharmacol. 2019;251:3-36.
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  • [Rodent Whole Body Perfusion이란?]


    고정의 목표는 조직을 살아있을 때와 유사한 상태로 빠르고 균일하게 보존하는 것입니다. 작은 조직은 고정액에 직접 담그는 방법이 효과적이지만, 뇌와 같은 큰 표본은 고정액이 모든 부위에 동일한 속도로 도달하지 않아 침지 고정이 어렵습니다. 순환계를 통해 고정액을 직접 주입하면 혈관 네트워크를 통해 신속하게 조직 전체에 고정액이 퍼질 수 있다는 장점이 있습니다. 

    Whole body perfusion은 심장의 대동맥에서 가깝게 공급되는 혈액으로 순환되는 ‘뇌’와 같은 장기들을 고정할 때 적합합니다. 관류의 최종 성공 지표는 조직의  초미세구조의 보존입니다.

     

    [Rodent Whole Body Perfusion 준비]


    1. 관류 장치
    Whole body perfusion을 위해서 순환계를 효과적으로 활용하려면 생리적 압력에 맞춰 일정한 압력을 유지하며 고정액을 관류하는 것이 중요합니다. 이를 위해 적절한 관류 장치가 필요할 수 있습니다.

     

    2. Fixative & Perfusion Buffers
      1) Fixative: 4% Paraformaldehyde Fixative (Fixative 8% Paraformaldehyde Stock + 0.2M Sodium Phosphate Buffer; pH 7.4)

      2) Perfusion Buffers
       - Phosphate Buffered Saline; pH 7.4
       - HEPES Buffered Hanks Solution(HBHS) with Sodium Azide; pH 7.4

     

    그림 1. 관류장치 예시

     

    * 참고 동영상: Gage GJ et al. J Vis Exp. 2012;(65):3564.

     

    [Rodent Whole Body Perfusion 과정]


    1. 관류 장치 준비
     1) 고정액 라인 준비
      먼저 고정액 라인을 준비합니다. 주사기를 사용하여 버퍼를 빠르게 주입하고 빼내면서 튜브 내 공기 방울을 제거하고 버퍼로 채웁니다. 그 다음, 바늘 끝의 밸브를 닫습니다. 고정액 라인을 고정액 병에 연결할 때 공기 방울이 들어가지 않도록 주의하십시오.

     

    그림 2. 관류장치 준비

     

     2) 버퍼 라인 준비
     먼저 바늘 끝의 밸브를 열고 버퍼 밸브(파란색)를 흐름 위치로 돌립니다. 주사기를 사용하여 버퍼를 빠르게 주입하고 빼내면서 튜뷰 내 공기 방울을 제거하고 버퍼로 채운 후, 바늘 끝의 밸브를 닫습니다. 튜브를 버퍼 병에 연결하고, 마노미터 블러브를 펌핑하여 압력을 테스트하고 게이지를 확인하여 시스템이 제대로 밀봉되었는지 확인합니다. 

     

    2. 관류 수술
     1) 동물이 수술에 적합한 마취 상태에 도달하면, 으깬 얼음으로 채운 얕은 트레이에 동물을 올려놓습니다.
     2) 피부와 복벽을 가로로 절개한 후, 횡격막에 절개를 가하고 횡격막을 가로로 잘라 심장을 노출시킵니다. 늑골을 따라 평행하게 절개를 진행하여 쇄골까지 자릅니다. 이후 흉골 끝을 지혈기로 잡고 지혈기를 머리 쪽으로 이동시킵니다.
     3) 관류 바늘을 좌심실을 통해 상행 대동맥에 삽입한 후, 지혈기를 사용하여 심장을 고정하고 바늘이 움직이지 않도록 합니다. 바늘 끝 주변의 대동맥을 고정하기 위해 수정된 지혈기를 추가로 사용할 수 있습니다. 이후 홍채 가위를 사용하여 좌심실의 후방 끝에 작은 절개를 가합니다.

     

    그림 3. 관류수술 1


     4) 배출 포트를 열고 바늘 베이스에 연결하면서 공기 방울이 들어가지 않도록 주의합니다.
     5) 마노미터 블러브를 80mmHg의 압력으로 신속하고 균일하게 펌핑합니다. 이 압력을 버퍼 주입 동안 유지해야 하며 관류 시간을 측정하기 위한 타이머를 시작합니다.

     

    그림 4. 관류수술 2


     6) 버퍼가 거의 소진되면(200ml) 버퍼 밸브(파란색)를 전환합니다. 이 때, 액체가 맑게  흐르고 있어야 합니다. 간이 맑아지는 것은 관류가 잘 이루어지고 있다는 신호이며 이 시점에서 간이 맑아져야 합니다.


     7) 압력은 최대 130 mmHg까지 점진적으로 증가시켜 안정적인 유속을 유지할 수 있으며 고정액이 소진되면 배출 밸브를 닫고 종료 시간을 기록합니다.

     

    3. 관류 확인
    관류의 성공 여부를 초기적으로 판단할 수 있는 지표는 코, 귀, 발과 같은 외부 사지와 흉선 및 간과 같은 내부 장기의 혈액이 제거되는 것입니다. 뇌의 육안 검사를 통해 혈관이 혈액이 없어 흰색에서 연한 노란색으로 변하며 조직 절편에서도 마찬가지로 확인될 수 있습니다. 

     

    * 그림출처: Gage GJ et al. J Vis Exp. 2012;(65):3564.

    • 설치류의 Whole Body Perfusion을 위해서 무엇이 필요한가요?
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  • Ear notching은 빠르고 간편한 개체식별 방법으로 출혈은 거의 일어나지 않습니다. 만약 출혈이 발생하면 지혈될 때까지 거즈로 가볍게 압박해 주어야 합니다.

     

    [주의사항]


    1. 시간이 오래 지나면 천공된 표시가 회복되면서 구별이 어려워질 수 있습니다.
    2. 개체 간 싸움 등으로 인해 구멍이 찢어지면서 개체식별이 모호해질 수 있습니다.
    3. Punching 도구는 금방 무뎌질 수 있고 개체에 상처가 생길 수 있으므로 항상 확인하고 날카로운 도구로 교체해야 합니다.

     

     

    [절차]


    Ear Notching은 생후 14일 이상 개체에서 진행하며 절차는 아래와 같습니다.
    ① 먼저 Ear punch를 점검 및 소독합니다.
        이물질이 없는지 확인하고 DNA 교차오염을 막기 위해 도구는 사용할 때마다 소독해야 합니다. 
        충분히 날카롭지 않은 도구는 실험동물에게 외상을 유발할 수 있으므로 주의해야 합니다.
    ② 귓바퀴에 도구를 놓고 꾹 눌러 구멍을 뚫습니다.
        이 때, 비틀거나 잡아당기면 귀가 찢어질 수 있으니 주의해야 합니다.
        원형을 뚫을 때는 귀 가장자리에서 약 2mm 떨어진 곳에 구멍을 뚫어야 합니다. 이렇게 하면 구멍이 찢어지거나 반원으로 잘못 식별되는 것을 방지할 수 있습니다.
    ③ 만약, 출혈이 발생한다면 거즈로 가볍게 압박지혈합니다.   
    ④ 동물을 케이지에 돌려놓은 뒤 케이지 카드에 각각의 동물에 대한 정보를 기록합니다.

     

    그림 1. 귀 천공 방법 및 도구(Thumb Type and Scissor Type)

    * 그림출처: Wang L. Lab Anim. 2013;47(3):134-145.

     

     

    그림 2. 귀 천공 번호

    * 그림출처: The Jackson Laboratory. Mouse Identification.

     

     

    [Ear Notching Sample을 이용한 Genotyping]


    Ear Notching 할 때 채취한 조직으로 Genotyping이 가능합니다. 단, DNA 교차오염을 방지하기 위해 개체별로 사용할 때마다 반드시 도구를 소독해야 하며 불필요한 통증유발을 방지하기 위해 도구는 항상 날카롭게 관리해야 합니다. 

    조직 샘플이 작업대 표면에 떨어져 필터로 빨려 들어가거나 유실될 수 있습니다. 작업은 작업대의 공기 흐름이 방해되지 않도록 테두리가 있는 트레이 위에서 하는 것을 권장합니다. 

    조직이 귀나 천공도구에 붙어 있는 경우, 소독된 핀셋을 이용하여 튜브로 옮깁니다. 단, 조직이 아직 귀와 연결되어 있을 경우 핀셋으로 강제로 당기지 않고 같은 부위를 다시 천공하거나 가위를 이용하여 잘라내야 합니다. 

     

     

    • Ear Notching 번호는 어떻게 구별하나요?
    • 실험동물 개체번호는 어떻게 표시하나요?
    • Ear Punching 조직샘플로 유전자분석이 가능한가요?
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  • 임신 후 14일 미만의 태아는 지각 신경이 충분히 발달하지 않아 모체에서 신속히 제거함으로써 안락사할 수 있지만 임신 15일 이상부터의 태아와 갓 태어난 새끼는 통증을 지각하며 저산소와 높은 이산화탄소의 환경에 강한 내성을 가지고 있습니다. 이러한 성체 랫드와는 다른 생리적 특성으로 인해 태아와 신생 랫드의 안락사는 반드시 훈련된 인력에 의해 신중하게 수행되어야 합니다.

     

    [태아(Fetuses)]


    1. 임신 14일 미만의 태아 : 이 시기의 태아는 신경 발달이 미미하며 통증을 인지할 가능성이 없습니다. 어미의 안락사나 어미로부터 태아 제거 시, 태아는 혈액 공급의 중단으로 인해 신속하게 사망하므로 태아를 별도로 안락사 할 필요는 없습니다.
    2. 임신 15일 이상부터 출생 전까지의 태아 : 이 시기의 태아는 통증 경로의 발달로 인해 통증 인지 가능성이 있으므로 완전히 성숙한 동물에 적용되는 것과 동일한 윤리적 고려를 적용해야 합니다. 
    3. 태아 조직이 필요한 경우: 태아에게 화학적 마취제를 충분히 주입하여 확실한 죽음을 유도하거나, 수술용 가위를 이용한 단두 또는 경추 탈구 같은 물리적 방법이 신속하고 효과적이며 인도적인 안락사 방법으로 허용됩니다. 이 시기의 태아는 저산소증에 저항력이 있으며 CO2를 포함한 흡입 마취제에 장시간 노출이 필요하므로 CO2 노출에 의한 안락사 방법은 추천되지 않습니다. 
    4. 액체 질소에 의한 냉동 또는 화학적 고정이 필요한 경우: 태아는 냉동되기 전에 마취를 해야 하며 마취 없이 액체 질소를 사용한 급속 냉동만으로 안락사하는 것은 비인도적입니다. 또한, 태아를 고정액에 침지하거나 고정액을 관류하기 전에 반드시 마취해야 하며, 마취는 다음 중 하나의 방법으로 유도할 수 있습니다.
     1) 화학적 마취제 주사
     2) 태반을 통과하는 화학적 마취제를 사용한 어미의 깊은 마취
     3) 어미로부터 제거한 후 태아의 저체온증 유도
    5. 태아가 필요 없는 경우: 태아의 뇌에 산소 공급 부족(뇌 허혈)을 유도하고 자궁 환경에 최소한으로 영향을 주어 태아가 자궁 내에서 깨어나지 않고 사망하게 하는 방법이 권장됩니다. 이를 위해 어미에게 CO2 를 노출한 후 경추 탈구를 시행하는 방법이 권장됩니다.

     

    [신생 랫드(Neonates)]


    1. 출생 후 10일 이내 신생 랫드: 성체 랫드에 권장되는 안락사 방법을 신생 랫드에게도 적용할 수 있으나 신생 랫드의 경우 성체와는 다른 생리적 특성으로 인해 안락사 방법을 달리해야 합니다. 신생 랫드에 대한 안락사 방법을 결정할 때는 해당 기관의 전임수의사 또는 전문가의 조언을 받는 것이 좋습니다. 
     

    이산화탄소(CO2) 흡입에 의한 안락사 방법은 신생 랫드에게 권장되지 않습니다. 이 시기의 신생 랫드는 성체 랫드보다 CO2 과다 노출에 저항성이 있어 신생 랫드가 사망하는 데 35분 이상 걸릴 수 있으므로, 마취가 완료된 후 2차 물리적 방법(예: 경추 탈구, 수술용 가위를 이용한 단두 등)이 필요합니다. 이러한 2차 물리적 방법은 CO2 노출 또는 마취제 투여 후 통증 반응이 없을 때만 사용해야 합니다.

     

    출생 후 10일 이내 신생 랫드는 마취 목적으로 저체온법이 허용됩니다. 서서히 냉각되는 과정이 마취 상태를 유도하며 동물의 움직임이 멈추면 2차 물리적 방법(예: 경추 탈구, 수술용 가위를 이용한 단두 등)을 보조적으로 수행해야 합니다. 조직 손상과 통증을 유발할 수 있으므로 동물들은 얼음이나 사전 냉각된 표면과 직접적인 접촉을 피해야 합니다. 대신 냉각 표면 위에 라텍스 장갑, 거즈, 또는 천을 올려 놓고 그 위에 동물을 놓습니다. 마취 목적으로의 저체온증은 출생 후 10일 후에는 권장되지 않으며 이후 연령의 동물에게는 부적합한 마취 방법입니다. 액체 질소에 의한 냉동 또는 화학적 고정이 필요한 경우 마취가 선행되어야 합니다.

     

    2. 출생 후 10일 이상 신생 랫드: 성체 랫드와 동일한 안락사 방법을 적용합니다.

     

    [랫드 연령별 권장 안락사 방법]

     

     

    • 임신 랫드의 태아와 갓 태어난 새끼를 안락사 후 조직을 채취해야 합니다. 어떻게 안락사 해야 하나요?
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