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  • 유전자 변형 비만/당뇨 마우스 모델의 사육 시 스트레스 최소화를 위한 주의사항은 무엇인가요? 마우스/랫드 형질전환
    - 유전자 변형 비만 및 당뇨 마우스 모델은 특정 대사 및 생리적 이상을 가지고 있어 스트레스에 민감하며, 이에 따라 실험 결과에도 영향을 줄 수 있으므로 세심한 사육 관리가 필요합니다.
     
    - 먼저, 체온 조절 기능에 이상이 있는 비만 마우스는 찬 공기나 냉기가 유입되는 벽이나 위치에서 멀리 떨어진 곳에 배치해야 합니다.
     
    - 마우스 케이지는 소음이나 이동이 잦은 문이나 싱크대 주변을 피하여 배치하고, 케이지 랙은 진동을 유발할 수 있는 장비(예: 공조기)가 설치된 벽에서 몇 센티 이상 떨어진 곳에 배치하여 불필요한 스트레스를 받지 않도록 해야 합니다.
     
    - 소변량이 많은 다뇨증 (polyuric) 마우스는 낮은 밀도로 사육하는 것이 좋습니다.
     
    - 케이지 깔짚은 적절한 빈도로(일주일에 한 번 또는 당뇨병 및 다뇨증인 경우 필요시 더 자주) 교체하여 위생 상태를 유지해야 합니다.
     
    - 다식성(hyperphagic) 비만 모델 마우스의 경우, 사료가 지나치게 단단하면 치아 마모로 인해 섭취가 어려워지고 결과적으로 체중이 감소할 수 있으므로, 특히 고압멸균 처리된 사료는 단단해지지 않도록 주의해야 합니다.
     
    - 마우스를 취급할 때는 조용하고 부드럽게 다루어야 하며, 케이지마다 새 장갑을 착용하거나 핀셋을 사용하는 것이 권장됩니다.  또한 불필요한 잦은 관찰은 스트레스를 유발할 수 있으므로 자제해야 합니다.
     
    - 서로 다른 배송 박스에서 온 마우스를 한 케이지에 혼합해 사육하지 않아야 하며, 싸움을 예방하고 사회적 스트레스를 줄이기 위해 은신처나 둥지 재료 등 풍부한 환경을 제공하는 것이 중요합니다.  마지막으로, 물과 사료가 충분히 제공되고 있는지를 자주 점검해야 합니다.
    유사질문
    • 비만/당뇨 유전자 변형 마우스의 품질관리를 위한 사육 환경 요소는 무엇인가요?
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  • C57BL/6 x 129 혼합 배경(B6;129)을 가진 knockout 마우스 모델의 실험 대조군으로 적합한 마우스 계통 또는 교배 방식은 무엇인가요? 마우스/랫드 형질전환
     
    - C57BL/6와 129 계통의 혼합 배경(B6;129)을 가진 knockout 마우스는 두 가지 서로 다른 순계 계통에서 유래한 유전자가 섞여 있는 상태입니다. 이러한 경우, 대조군을 선택할 때 유전적 배경의 차이를 최소화해야 하므로, knockout 마우스와 유사한 유전적 조합을 가진 개체를 사용하는 것이 매우 중요합니다. 유전적 배경이 실험 결과에 큰 영향을 미칠 수 있기 때문에, 적절하지 않은 대조군을 사용할 경우 유전자 변이에 의한 표현형인지, 배경 유전자에 의한 차이인지 해석하기 어렵게 됩니다.
     
    - Jackson Laboratory의 가이드라인에 따르면, 혼합 배경(B6;129)을 가진 마우스의 대조군으로 가장 적절한 선택은 B6 x 129의 F2 하이브리드 마우스입니다. 이들은 C57BL/6와 129 순계를 교배한 F1 개체들을 다시 교배하여 얻은 마우스로, 유전자들이 분리되어 각 개체가 서로 다른 조합의 대립유전자를 가지게 됩니다. 이러한 유전적 다양성은 혼합 배경을 가진 knockout 마우스의 유전적 배경과 유사하므로, 비교적 적절한 대조군이 될 수 있습니다.
     
    - 다만, F2 하이브리드는 각 개체 간 유전적 조합이 다르기 때문에, knockout 마우스와 정확히 동일한 유전적 구성을 가지지는 않습니다. 따라서 F2 하이브리드는 'approximate control', 즉 '대략적인 대조군'으로 간주되며, 해석 시 그 한계를 인지할 필요가 있습니다. 특히 유전자 변형 마우스가 특정한 inbred strain(예: C57BL/6)으로 5세대 이상 백크로스된 경우에는, 일부 유전자가 고정되어 있을 수 있어 해당 inbred strain의 마우스가 유전적으로 더 근접한 대조군이 될 수 있습니다.
     
    - 한편, 가능하다면 가장 이상적인 대조군은 knockout 마우스와 같은 번식군에서 얻은 야생형(wild-type) littermate입니다. 이러한 개체는 유전적 배경 뿐 아니라, 생후 성장 환경, 어미의 영향 등 환경적 요인도 거의 동일하므로, knockout 유전자에 의한 효과만을 비교하는 데 가장 적합한 조건을 제공합니다. 그러나 번식 방식이나 실험 디자인에 따라 littermate 확보가 어려운 경우, F2 하이브리드를 선택하는 것이 일반적인 대안입니다.
     
    - 또한, 129 계통에는 여러 하위 계통(substrain)이 존재하며, 이들 간 유전적 차이가 크기 때문에, knockout 마우스가 어떤 129 substrain에서 유래했는지를 파악하는 것도 중요합니다. 예를 들어, Jackson Laboratory에서는 C57BL/6J와 129P3/J로부터 유래된 F2 하이브리드(B6129PF2/J)는 B6;129P 계통에 적합한 대조군으로, C57BL/6J와 129S1/SvImJ로부터 유래된 F2 하이브리드(B6129SF2/J)는 B6;129S 계통에 적합하다고 권장하고 있습니다. 따라서 knockout 마우스의 개발 및 유지 과정에서 사용된 129 하위 계통을 명확히 아는 것이, 정확하고 일관된 대조군 설정을 위한 전제 조건입니다.
    유사질문
    • B6;129 혼합 배경의 유전자변형 마우스에 적절한 대조군은 무엇인가요?
    References
    Knockout Mouse (KO Mouse) B6;129 background Genetic control F2 hybrid Littermate Controls
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  • 형질전환 마우스 colony 관리 시 기록지 작성에는 어떤 것을 포함시켜야 할까요? 마우스/랫드 형질전환
    - 형질전환 마우스를 이용한 실험에서는 유전자형에 따라 생존율, 번식력, 표현형이 다르게 나타날 수 있기 때문에 colony를 체계적으로 관리하는 것이 매우 중요합니다. 특히 유전형을 기준으로 실험에 사용할 개체를 선택하거나, 동일한 유전적 배경을 가진 대조군을 설정해야 하는 실험에서는 개체별 정보를 정확하게 추적할 수 있는 기록 관리가 필수적입니다.
     
    - 마우스 개체의 교배 이력, 유전자형, 번식력, 생존율 등을 정리한 기록지를 지속적으로 유지하는 것이 colony의 안정성과 실험의 신뢰성을 높이는 데 핵심적인 역할을 합니다. 또한 동물실험계획서 심의후감독(post approval monitoring, PAM)과 같은 동물실험윤리위원회(IACUC)의 실사에 대응하기 위해서도, 번식과 사육 과정의 기록을 투명하게 관리해야 합니다. 기록지를 체계적으로 작성하면 실험의 재현성을 높일 수 있을 뿐 아니라, 번식군의 장기적인 운영 전략을 수립하는 데도 도움이 됩니다.
     
    - 기록지에는 마우스 개체에 대한 기본 정보와 번식 이력이 포함되어야 하며, 이는 colony 내 개체 추적과 유전자형 분포 분석의 기초가 됩니다. 개체 정보에는 먼저 각 마우스의 고유 식별번호(ID)를 명확히 기재해야 하며, 귀표(tag) 또는 발가락 절제 방법 등을 통해 부여한 번호를 기준으로 출생일과 성별을 함께 기록합니다. 이 정보는 개체의 생애 주기와 번식력을 평가하는 데 중요한 기초 자료가 됩니다.
     
    - 번식 이력에는 교배 시작일과 종료일, 교배 방식(예: 1:1 또는 1:2), 교배에 사용된 암수 개체의 ID, 그리고 분만일, 산자 수, 성비 등의 정보가 포함되어야 합니다. 산자 중 생존하지 못한 개체 수나 기형 등의 특이사항도 함께 기록하면 colony의 건강상태 및 번식 품질을 평가하는 데 유리합니다. 이러한 번식 기록을 장기적으로 축적하면 특정 교배 조합의 번식 성공률이나 유전자형별 생존율 등을 분석하는 데도 활용할 수 있습니다.
     
    - 기록지에는 유전자형 분석에 대한 세부 내용도 포함되어야 합니다. 분석일, 샘플 채취일, 분석을 수행한 실험자, 사용한 분석 방법(PCR, qPCR 등) 등을 정확히 기재하며, 분석 결과가 수정되었을 경우 그 변경 이력까지 문서화해야 colony 내 유전정보의 신뢰도를 확보할 수 있습니다. 특히 형질전환 마우스는 외관상으로 유전자형을 구분하기 어려운 경우가 많기 때문에, genotyping 결과 기록은 군관리의 필수 요소입니다.
     
    - 이처럼 기록지는 단순한 정보의 축적 수단이 아니라, colony의 품질을 관리하고 실험의 정확도와 재현성을 높이며, 연구 윤리 기준을 준수하기 위한 핵심 도구로 활용됩니다. 기록은 종이 양식, 엑셀 파일, 또는 Mouse Colony Management 소프트웨어 등을 통해 관리할 수 있으며, 연구실 또는 기관에서 사용하는 표준 양식을 바탕으로 하되, 실험에 사용하는 계통의 특성과 목적에 따라 필요한 항목을 보완하여 작성하는 것이 바람직합니다.
    유사질문
    • 유전자형 분석 결과를 colony 기록지에 어떻게 반영하고 추적해야 하나요?
    References
      1) The Jackson Laboratory. Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice. Accessed July 10, 2025. https://research.uci.edu/wp-content/uploads/JAX-breeding-strategies.pdf
      2) University of Wisconsin-Madison. Research Animal Resources Compliance. Mouse Colony Management. Accessed July 10, 2025. https://www.rarc.wisc.edu/tools_and_guides/techniques/mouse_colony_management.html
    Mouse Colony Management Breeding Records Genotyping 기록지
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  • Heterozygote인 암컷과 수컷을 이용하여 매주 10마리씩의 실험용 암컷과 수컷 homozygote를 생산하려면 몇 마리의 번식 암컷이 필요한가요? 마우스/랫드 형질전환
    - 유전자 변형 마우스(KO, KI 등)를 활용한 생체 실험에서는 실험 조건에 적합한 유전자형을 가진 개체를 동일한 연령과 성별로 주기적으로 확보하는 것이 매우 중요합니다. 이를 위해서는 유전자형 분포, 산자 수, 번식 주기 등을 반영한 정량적이고 체계적인 번식 전략이 요구됩니다. 특히 heterozygote(+/-)인 암컷과 수컷을 교배하는 경우, 자손은 멘델의 유전 법칙에 따라 25%가 homozygote(-/-), 50%가 heterozygote(+/-), 나머지 25%는 wild-type(+/+)으로 분포하며, 이 중 실험에 적합한 homozygote 개체는 전체의 25%에 해당합니다.
     
    - 번식 계획을 수립하기에 앞서, 유전자 변형 마우스 계통의 번식 특성을 충분히 파악하는 것이 중요합니다. 예를 들어, 번식 기간을 몇 주로 설정할 것인지, 평균 산자 수는 몇 마리인지, 그리고 교배 방식은 1:1(pair), 1:2(trio), 또는 수컷 순환 방식 중 어떤 방법을 선택할 것인지 등을 결정해야 합니다. 이와 같은 기초 정보를 바탕으로 번식 전략을 설계하면 실험의 재현성을 높이고 colony 운영의 효율성을 확보할 수 있습니다.  
     
    - 본 사례는 매주 실험에 사용할 수 있는 homozygote 수컷과 암컷 각각 10마리, 총 20마리를 안정적으로 생산하기 위한 번식 암컷 수를 산정하는 과정입니다. 이를 위해 Jackson Laboratory에서 제공하는 ‘Breeding Colony Size Planning Worksheet’를 활용하여, 유전자형 비율, 출산 마릿수, 번식 기간, 성비, 여유 생산분(10%) 등을 반영해 주당 필요한 총 생산 마릿수를 계산하였습니다.
     
    - 실험에 필요한 20마리를 매주 확보하기 위해서는 여유 생산분을 포함하여 총 88마리의 새끼를 매주 생산해야 합니다. 마우스 한 배당 평균 산자 수는 6마리이며, 암컷 한 마리는 32주 동안 평균 4배를 출산할 수 있다고 가정했을 때, 암컷 한 마리가 주당 생산할 수 있는 마릿수는 약 0.75마리에 해당합니다. 따라서 매주 88마리를 생산하기 위해서는 약 118마리의 번식 암컷이 필요하다는 결론에 도달합니다.
     
    - 이 번식 전략에 따라 colony를 운영할 경우, 교배용 케이지는 1:1방식으로 118개가 필요하며, 1:2 방식으로 전환할 경우 54개의 케이지로 줄일 수 있습니다. 또한 매주 암컷 44마리와 수컷 44마리 정도가 이유되므로, 성별 분리 기준 5마리/케이지를 적용하면 약 18개의 이유용 케이지(약 9~10박스)를 추가로 확보해야 합니다.
     
    - 상기 계산은 실험에 사용할 동물의 성별, 여유 생산 마리 수, 그리고 출산 간격 등에 따라 달라질 수 있으므로, 연구자 본인의 실험 목적과 시설 여건에 맞게 번식 전략을 신중히 수립하는 것이 중요합니다.
    유사질문
    • 실험에 필요한 수의 knockout 마우스를 안정적으로 확보하기 위한 번식 전략은?
    References
      1) The Jackson Laboratory. Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice. Accessed July 10, 2025. https://research.uci.edu/wp-content/uploads/JAX-breeding-strategies.pdf
      2) Institut für Labortierkunde (LTK) - Institute of Laboratory Animal Science. The Breeding Colony Size Planning Work Sheet. Accessed July 10, 2025. https://www.ltk.uzh.ch/en/Breeding/Colony-Size-Planning
    Heterozygote Homozygote LitterSize Breeding
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  • Crispr/Cas9 유전자 편집 기술을 이용한 마우스 제작 시 기존 방법 대비 장단점은 무엇일까요? 마우스/랫드 형질전환
    - CRISPR/Cas9(Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats / CRISPR-associated protein 9)은 세균이 바이러스로부터 자신을 방어하기 위해 사용하는 면역 시스템에서 유래한 것으로, 특정 DNA 부위를 자르고 원하는 유전자를 삽입하거나 제거할 수 있도록 해주는 "유전자 가위" 기술입니다.
     
    - ES (Embryonic Stem) cell 기반 유전자 조작 기법은 과거에 유전자변형 마우스 제작에 주로 사용되었던 방법입니다. 이 방법은 먼저 마우스의 배아에서 ES 세포를 추출하고 배양한 뒤, 원하는 유전자 부위를 변형할 수 있도록 타겟팅 벡터를 설계하여 세포 내로 도입합니다.그 후, 유전자 편집이 성공적으로 이루어진 ES 세포를 선별하고, 이를 마우스 배아(blastocyst)에 주입하여 키메라 마우스를 생성합니다. 이 키메라 마우스를 정상 마우스와 교배하여 생식세포 계통(germline)을 통해 유전되는 F1 세대를 확보하고, 최종적으로 F1 마우스의 유전형(genotype)을 확인합니다.이러한 과정은 전반적으로 복잡하고 많은 시간이 소요되었습니다.
     
    - CRISPR/Cas9 기술의 가장 큰 장점은, 설계된 sgRNA(single guide RNA) 와 Cas9 단백질 또는 mRNA를 수정란(zygote)에 직접 주입함으로써, 비교적 단순한 절차로 원하는 유전자의 편집을 유도할 수 있다는 점입니다. 이 방식은 기존의 ES 세포 기반 기법과 달리, ES 세포 배양이 필요 없고, 복잡한 타겟팅 벡터 제작 과정이 단순하며, 키메라 마우스 생성 과정 없이 직접 유전자 조작된 마우스를 얻울 수 있다는 점에서 실험 절차를 크게 단축 시킵니다. 따라서 태어난 마우스에서 유전형을 바로 확인함으로써 유전자 편집 성공 여부를 빠르게 평가할 수 있으며, 마우스 제작에 소요되는 전체 시간을 기존 대비 2-3배 이상 빠르게 단축할 수 있습니다.
    -또한, CRISPR/Cas9은 여러 개의 유전자를 동시에 조절(multiplex editing) 할 수 있어,기존 방식으로는 어려웠던 복합 유전 질환 모델, 유전자 간 상호작용 분석, 다유전자 조절 메커니즘 연구 등에 매우 효과적입니다.더불어, 이 기술은 표적 DNA 서열에 높은 특이성을 보이며, 비교적 낮은 비용과 높은 반복성으로 초보자도 빠르게 숙련할 수 있는 장점이 있어, 현재 유전자 기능 연구, 질병 모델링, 약물 반응 평가 등 다양한 분야에서 폭넓게 사용되고 있습니다.
     
    - 다만 CRISPR/Cas9 기술의 단점으로는 설계한 sgRNA가 유사한 염기서열을 가진 비표적 부위에도 결합할 수 있다는 점입니다. 이 현상을 오프 타겟 효과(Off-target effect)라고 하는데 이로 인해 예상하지 못한 유전자 변형이 발생할 수 있으며, 이는 실험 결과의 해석을 어렵게 하거나, 생리학적으로 의도하지 않은 현상을 유도할 수 있습니다.
     
    - 또한, 수정란 단계에서 유전자 편집이 일어나더라도 모든 세포에서 동일한 유전형이 반영되지 않는 경우가 있습니다.이로 인해 태어난 마우스(F0 세대)는 일부 조직에서만 유전자 편집이 이루어진 모자이크 개체가 될 수 있으므로, 정밀한 유전형 분석(genotyping)을 반드시 수행해야 합니다. CRISPR/Cas9 기술은 비교적 효율적으로 유전자의 제거(knockout)를 유도할 수 있지만,정교한 유전자 삽입(knock-in), 특히 길고 복잡한 서열의 삽입에는 효율이 낮은 경우가 많습니다. 따라서 연구에 적용할 때에는 이러한 기술적 한계와 주의점을 반드시 고려해야 합니다.
    유사질문
    • 최근 유전자 조작 마우스 제작에 CRISPR/Cas9 기술이 널리 사용되는 이유는 무엇인가요?
    References
      1) Taconic Bioscience. CRISPR Genome Engineering: Advantages and Limitations. Accessed July 10, 2025. https://www.taconic.com/resources/crispr-genome-engineering-advantages-limitations
       
      2) Haoyi Wang, Hui Yang, Chikdu S Shivalila, Meelad M Dawlaty, Albert W Cheng, Feng Zhang, Rudolf Jaenisch. One-step generation of mice carrying mutations in multiple genes by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 2013 May 9;153(4):910-8.2013.
       
      3) Maryam Mehravar, Abolfazl Shirazi, Mahboobeh Nazari, Mehdi Bana. Mosaicism in CRISPR/Cas9-mediated genome editing. Dev Biol 2019 Jan 15;445(2):156-162.(2019)
    CRISPRCas9 Mouse Model Gene Editing ES cell
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  • Transgenic mouse 의 정의와 유전자 과발현 기전이 궁금합니다. 마우스/랫드 형질전환

    형질전환마우스(Transgenic mouse; 유전자 도입 마우스)는 유전자변형마우스의(Genetically Engineered Mouse; GEM) 일종으로 transgene을(외래 유전자) 인위적으로 주입하여 해당 유전자가 체내에서 발현되도록 만든 마우스 입니다. 일반적으로 수정란의 전핵(fertilized egg pronuclei)에 transgene을 주입하고, 이 유전자는 마우스의 유전체에 무작위로 삽입됩니다.

     

    일반적으로 삽입하는 transgene은 유전자의 발현을 조절하는 프로모터 (promotor) 부분과 발현되는 유전자로 구성되어 있어 자연적으로 유전자가 발현하게 됩니다. 기존 세포가 가지는 프로모터를 이용하는 형질전환마우스 제작 시에는 유전자 부분만 도입되기도 하며, 이때 유전자가 삽입된 위치에 따라 발현 정도가 달라질 수 있습니다. 이러한 유전자 발현 정도를 정밀하게 조절하기 위해 유전자 적중 기법을 이용하여 유전자를 원하는 위치에 도입할 수도 있습니다.

     

    수정란에 DNA를 삽입하여 형질전환마우스를 제작한 경우, 도입된 DNA가 유전체에 무작위로 삽입되게 됩니다. 그러므로 외래 DNA의 삽입 위치에 따라 의도하지 않은 변이를 일으키는 경우도 있습니다. 이에 유전자 발현이 계획했던 대로 이루어지는지 확인하는 것은 매우 중요하지만, 많은 시간과 노력이 필요합니다. 이에 특정 유전자가 발현되었을 때, 지표 인자가 활성화 되도록 제작된 동물을(reporter) 활용하기도 합니다. 대표적으로 활용되는 지표로는 lacZ 유전자가 있으며, lacZ 유전자 활성시 발현하는 β-galactosidase가 기질인 X-gal(5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside)을 분해하여 발생하는 청색 침전물을 통해 유전자변이가 발생한 조직이나 세포를 쉽게 확인 수 있습니다.

    유사질문
    • 형질전환마우스는 어떻게 유전자가 발현되도록 만들어진 건가요?
    References
    Knockout Mouse (KO Mouse) B6;129 background Genetic control F2 hybrid Littermate Controls
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  • 면역부전마우스 중 Nude, SCID, NSG 마우스의 차이는 무엇일까요? 마우스/랫드 형질전환

    면역부전 마우스(Immunodeficient mouse)는 돌연변이 인위적인 유전자 변형을 통해 면역체계에서 하나 이상의 면역 성분(B cell, T cell, NK cell 등)에 결함이 있거나 없어진 mouse 를 의미합니다. 이러한 마우스는 이종(異種)의 세포나 조직을 이식하기 용이하여 종양, 감염, 면역학 연구 등에 널리 활용되고 있습니다.

     

    면역부전마우스 중 가장 먼저 확립된 Nude mouse는 FOXN1 유전자의 자연 돌연변이로 피모와 가슴샘(흉선)의 결손되어 성숙 T cell이 결핍된 특성을 가집니다. SCID (Severe Combined Immunodeficiency) 마우스는 PRKDC 유전자 돌연변이로 성숙 T cell과 B cell이 결손되어 면역기능이 더욱 결핍됩니다. 또한 SCID 마우스 중 가장 많이 활용되는 NOD SCID 마우스는 NOD strain의 특성으로 NK 세포, 대식세포, 수지상 세포, 보체 등 다양한 세포 및 시스템 기능이 추가로 결손되어, 면역 결핍 특성이 심화되어 있습니다. NSG mouse 는 Prkdc 변이와 IL2 receptor gamma(IL2rγ) 유전자가 Knock-out된 NOD strain 마우스로, 성숙한 T cells, B cells 뿐 아니라 natural killer(NK) cells이 결핍된 고도 면역부전마우스입니다. 또한 NOD strain의 면역결핍 특성 또한 공유하고 있어 인간 종양조직, 면역세포 및 줄기세포 이식 연구 등에 활용되고 있습니다.  

     

    구분

    특징

    (결핍 유전자)

    성숙 T 세포

    성숙  B세포

    NK 세포

    대식세포

    수지상세포

    보체

    Nude 마우스

    FOXN1 유전자

    돌연변이

    Absent

    present

    present

    present

    present

    present

    SCID 마우스

    Prkdc 유전자 변이

    Absent

    Absent

    present

    present

    present

    present

    NOD SCID 마우스

    Prkdc 유전자 변이

    Absent

    Absent

    Defective

    Defective

    Defective

    Absent

    NSG 마우스

    Prkdc 유전자 변이, IL2rγ 유전자 KO

    Absent

    Absent

    Absent

    Defective

    Defective

    Absent
    유사질문
    • 면역부전 마우스 종류별 차이점은 무엇인가요?
    • 종양이식 모델을 위한 마우스 선택 시 Nude와 NSG 중 어느 계통이 더 적합한가요?
    References
      1) Fogh J, Giovanella BC. The Nude Mouse in Experimental and Clinical Research. United States, 1983. The Quarterly Review of Biology. 1983;58(2):305-306
      2) Shultz LD, Ishikawa F, Greiner DL. Humanized mice in translational biomedical research. Nat Rev Immunol. 2007 Feb;7(2):118-30.
      3) The Charles River. Immunodeficient Mouse and Rat Models Poster. Accessed July 10, 2025. https://www.criver.com/info-pi-rm-immunodeficient-mouse-models-poster
    Immunodeficient mouse Nude mouse Prkdc IL2rγ NOD
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  • 마우스 명명법 기초를 배우고 싶은데 어떤 사이트나 문헌을 참고할 수 있을까요? 마우스/랫드 형질전환

    현재 1,000여종의 분리된 Outbred strain과 Inbred strain이 있고, 다양한 sub-strain을 세분화 되었을 뿐 아니라 수천개의 mutant strain이 존재합니다. 유전학적면이나 또 명명법에서 혼동을 피하도록 완전하고 정확한 명명법을 적용하는 것이 필요합니다. “International Committee on Standardized Genetic Nomenclature for Mice” 는 유전자의 규칙 제정을 위해  1950년도에 설립되었습니다. 이를 통해 국제적인 mouse nomenclature (마우스 명명법) 체계를 구축하였으며 아래 사이트와 논문 등에서 마우스 명명법의 규칙을 확인할 수 있습니다.

    특히 Jackson Laboratory의 Nomenclature Tutorial web site에서 기본적인 Inbred strain과 유전자변형마우스의 명명법을 용이하게 학습할 수 있습니다.

    - Jackson Laboratory Nomenclature Tutorial (https://www2.jax.org/nomenclature-tutorial/)

    - MGI Mouse Nomenclature Home Page (https://www.informatics.jax.org/mgihome/nomen/index.shtml)

    유사질문
    • 마우스 nomenclature를 처음 배우려는데 도움이 되는 자료가 있을까요?
    • 마우스 명명법은 국제적으로 정해진 규칙이 있나요?
    References
    Mouse nomenclature Inbred Outbred Genetically engineered mouse
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  • 유전자변형마우스(GEM)와 형질전환마우스(Tg mouse)는 어떻게 다른 건가요? 실험 전 꼭 지켜야 하는 규정이나 절차가 있나요? 마우스/랫드 형질전환

    유전자변형마우스(GEM, genetically engineered mouse)는 생명공학 기술을 이용하여 유전자를 인위적으로 제거, 삽입 또는 조절하여 제작한 모든 형태의 실험용 마우스를 포괄하는 용어입니다. 제작 방법에 따라 KO, KI, Conditional KO/KI, Tg 마우스 등이 모두 유전자변형마우스의 범주에 포함됩니다. 이중 형질전환마우스(Tg mouse, Transgenic mouse)는 외래 유전자를 무작위로 삽입하는 방법으로 제작된 마우스이므로, 유전자변형마우스의 하위 개념으로 분류할 수 있습니다.

     

    바이오안전성에 관한 카르타헤나 의정서(The Cartagena Protocol on Biosafety)에 따르면, 유전자변형생물체(LMO, living modified organism)는 현대 생명공학기술을 이용해 유전물질이 새롭게 조합된 모든 살아 있는 생물체로 정의하고 있습니다. 또한 국내 「유전자변형생물체의 국가간 이동 등에 관한 통합고시」(시행 2024.6.25.)에서도 유전자변형생물체를 새로운 유전물질 조합을 포함하는 동물, 식물, 곤충, 미생물 등으로 규정하고 있습니다. 

     

    따라서, 유전자변형마우스와 형질전환마우스는 모두 유전자가 인위적으로 조작된 살아 있는 생물체이므로 LMO로 간주되며, 이를 활용한 실험 및 연구 수행 시에는 관련 법적(「유전자변형생물체의 국가간 이동 등에 관한 법률」, 약칭: 「유전자변형생물체법」) 요건을 반드시 준수해야만 합니다.

     

    유전자변형생물체(LMO)에 해당되는 실험동물(예, 유전자변형마우스, 형질전환마우스 등)의 실험 및 사육은 반드시 과학기술정보통신부의 시험·연구용 LMO신고 시스템을 통해 사전 승인된 LMO 연구시설에서만 수행할 수 있으며, 해당 시설은 구조적 설계, 출입 통제 및 생물안전 기준 등을 충족해야만 합니다. 연구자는 실험을 시작하기에 앞서 동물실험윤리위원회(IACUC)의 심의와 함께 기관생물안전위원회(IBC)로부터 생물안전 등급에 대한 승인을 받아야 합니다. 또한 해당 시설에서는 동물 반입, 사육 및 사용, 이동과 폐기 등 전체 과정에 대한 기록을 문서화하여 관리해야 하며 관련 내용은 유전자변형생물체 연구시설 관리운영대장 및 취급관리대장에 따라 작성하고 보관해야 하는 의무가 있습니다.

     

    각 관리 대장에 대한 서식은 「유전자변형생물체의 국가간 이동 등에 관한 법률」 통합고시 [별지 제9-11호 서식]과 [별지 제2-7호 서식]에서 확인하실 수 있습니다.

    유사질문
    • 유전자변형마우스(GEM)와 형질전환마우스(Tg)의 개념은 무엇인가요? 사용 시 어떤 기준을 고려해야 하나요?
    References
      1) Alfred Doyle, Michael P McGary, Nancy A Lee, James J Lee. The construction of transgenic and gene knockout/knockin mouse models of human disease. Transgenic Res 2012 April;21(2):327-349
      2) E. Sharpless and Ronald A. DePinho. The mighty mouse: genetically engineered mouse models in cancer drug development. Nat Rev Drug Discov 2006 Sep;5(9)741-51
      3) National Research Council. Immunodeficient Rodents: A Guide to their Immunobiology, Husbandry, and Use. 1989
      4) The Convention on Biological Diversity. The Cartagena Protocol on Biosafety. Accessed July 10, 2025. https://bch.cbd.int/protocol
      5) 유전자변형생물체의 국가간 이동 등에 관한 법률 [시행 2019. 6. 12.] [법률 제15868호, 2018. 12. 11., 일부개정]
      6) 유전자변형생물체의  국가간 이동 등에 관한 통합고시 [시행 2024.6.25.] [식약처 고시 제2024-25호, 2024.6.25. 일부개정]
    유전자변형마우스 GEM 형질전환마우스 Tg LMO
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  • Hemizygote(반수접합체)는 무엇이고 번식 시 주의할 점은 무엇일까요? 마우스/랫드 형질전환

    Hemizygote(반수접합체)란 특정 유전자가 한쪽 염색체(대립유전자)에만 존재하고 다른 쪽에는 해당 유전자가 없는 상태를 의미합니다. 예를 들어, Tg 마우스에서 외래 유전자가 한쪽 염색체에만 삽입된 경우 또는 X-연관 유전자가 XY 수컷의 X 염색체에만 존재하는 경우가 이에 해당 됩니다. 보통 Tg/+ 또는 XaY 등으로 표기합니다. 이와는 달리 두 염색체의 동일 유전자 자위에 같은 대립유전자(allele, 예, AA 또는 aa)가 존재하는 경우를 동형접합체(homozygote)라 하며, 서로 다른 대립유전자(예, Aa)가 존재하는 경우를 이형접합체(heterozygote)라고 합니다.

     

    Hemizygote는 대립유전자 없이 단일 유전자만 발현되므로 표현형 분석 시 유전자 기능 확인이 쉽다는 장점이 있으며 일부에서는 동형접합체보다 생존율이 높아 번식에 유리한 것으로 알려져 있습니다. 다만, 외형상으로는 유전형 구분이 어렵기 때문에, 번식 후 PCR을 이용한 genotyping을 통해 유전형을 반드시 확인해야 하며, 일부 유전자는 동형접합체에서 치사성(lethal)이 나타나 배아 발생 중 사망하거나, 출생 후 생존이 어려운 경우가 있으므로 hemizygote와 일반 마우스(wild type)간 교배하는 전략이 필요합니다.

     

    유사질문
    • Hemizygote와 동형(home) 및 이형접합체(heterozygote)의 개념 차이가 궁금합니다.
    • Hemizygote와 heterozygote, homozygote는 어떻게 다른 것인가요?
    References
      1) The Jackson laboratory. Considerations for choosing controls. Accessed July 10, 2025. https://www.jax.org/jax-mice-and-services/customer-support/technical-support/breeding-and-husbandry-support/considerations-for-choosing-controls
      2) Simpson EM, Linder CC, Sargent EE, Davisson MT, Mobraaten LE, Sharp JJ. Genetic variation among 129 substrains and its importance for targeted mutagenesis in mice. Nat Genet 16:19-27
      3) University of Maryland. Breeding strategies for maintaining colonies of laboratory mice
      4) The Vedantu. Question Answer. Accessed July 10, 2025. https://www.vedantu.com/question-answer/the-condition-in-which-only-one-allele-of-a-pair-class-12-biology-cbse-5fc7ecf3326a1f37cf35b3df
    Hemizygote 반수접합체 heterozygote 이형접합체 homozygote
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